การวินิจฉัยโรคทางพันธุกรรมระยะก่อนการฝังตัว
Preimplantation Genetic Diagnosis
รศ.ดร.นพ. วีรวิทย์ ปิยะมงคล
การวินิจฉัยโรคทางพันธุกรรมระยะก่อนการฝังตัว (Preimplantation genetic diagnosis)
การวินิจฉัยโรคทางพันธุกรรมระยะก่อนการฝังตัวของตัวอ่อน (preimplantation genetic diagnosis, PGD) หรือการคัดตัวอ่อน (embryo selection) เป็นการวินิจฉัยก่อนคลอดที่สามารถกระทำได้เร็วที่สุด เป็นทางเลือกใหม่สำหรับครอบครัวที่มีความเสี่ยงต่อการมีบุตรเป็นโรคทางพันธุกรรมร้ายแรง มารดาที่มีความเสี่ยงดังกล่าวสามารถเริ่มการตั้งครรภ์โดยมั่นใจได้ว่าทารกปลอดโรคทางพันธุกรรมที่ครอบครัวเป็นพาหะ การวินิจฉัยก่อนการฝังตัวช่วยให้ครอบครัวสามารถหลีกเลี่ยงการทำแท้งบุตรในกรณีที่ผลการวินิจฉัยก่อนคลอด (prenatal diagnosis, PND) พบว่าทารกมีความผิดปกติ มารดาจึงไม่ต้องเสี่ยงต่อการแท้งหรือภาวะทารกพิการอันเนื่องมาจากหัตถการในการวินิจฉัยก่อนคลอด การวินิจฉัยก่อนการฝังตัวจึงเป็นวิธีลดการเกิดผู้ป่วยรายใหม่ที่ไม่ขัดต่อจริยธรรม ศีลธรรม และกฎหมาย
ข้อบ่งชี้ในการวินิจฉัยก่อนการฝังตัวใช้เช่นเดียวกันกับการวินิจฉัยก่อนคลอด คือใช้ในการวินิจฉัยโรคร้ายแรง ซึ่งได้แก่ความผิดปกติของโครโมโซมทั้งแบบจำนวนนับและแบบ translocation (Conn et al., 1998) และโรคพันธุกรรมยีนเดี่ยว (Piyamongkol et al., 2001b) การวินิจฉัยก่อนการฝังตัวนี้เป็นประโยชน์กับครอบครัวหรือกลุ่มศาสนาที่ต้องการมีบุตรที่ปราศจากโรคพันธุกรรมแต่ไม่ต้องการทำแท้งบุตร แม้ว่าตามกฎการถ่ายทอดโรคทางพันธุกรรมของเมนเดล ความเสี่ยงที่ครอบครัวจะมีทารกผิดปกติสำหรับโรคพันธุกรรมชนิดยีนด้อย (ได้แก่ อัลฟาและบีต้าธาลัสซีเมียในประเทศไทย) ในแต่ละครรภ์มีเพียงร้อยละ 25 แต่ก็มีบางครอบครัวที่ตรวจพบว่าทารกมีความผิดปกติร้ายแรงในโรคพันธุกรรมดังกล่าวและต้องทำแท้งบุตรติดต่อกันถึง 4 ครรภ์ โดยยังไม่เคยมีทารกปกติเลย การวินิจฉัยก่อนการฝังตัวจึงเป็นทางเลือกสำหรับครอบครัวดังกล่าวที่จะให้โอกาสเริ่มต้นการตั้งครรภ์โดยมีทารกที่ปราศจากโรค ไม่ต้องทนทุกข์ทรมานจากการทำแท้งบุตรอีกต่อไป นอกจากนี้ โรคพันธุกรรมที่ก่อให้เกิดมะเร็งร้ายแรงหรือโรคร้ายแรงที่แสดงอาการเมื่ออายุ 30-50 ปี (ได้แก่ familial adenomatous polyposis coli, FAPC และ Huntington’s chorea) ไม่ถือเป็นข้อบ่งชี้ในการวินิจฉัยก่อนคลอดและการทำแท้งบุตร อย่างไรก็ตามโรคพันธุกรรมดังกล่าวเป็นโรคร้ายแรงที่ครอบครัวไม่ต้องการให้สมาชิกในครอบครัวประสบเคราะห์กรรมอีก การคัดเลือกตัวอ่อนที่ปราศจากพันธุกรรมผิดปกติดังกล่าวจึงเป็นทางเลือกที่ยอมรับกันได้มากกว่าการวินิจฉัยก่อนคลอด (Ao et al., 1998; Sermon et al., 1998) นอกจากนี้ คู่สมรสที่มีบุตรยากหรือประสบปัญหาแท้งบุตรซ้ำแล้วซ้ำอีกโดยมีสาเหตุเนื่องมาจากมีความผิดปกติของโครโมโซมชนิด translocation แฝงอยู่ สามารถที่จะตรวจวินิจฉัยและคัดเลือกตัวอ่อนปกติเพื่อใส่ในโพรงมดลูก และตั้งครรภ์โดยมีทารกปกติได้
การตรวจวินิจฉัยและคัดเลือกตัวอ่อนตั้งแต่ระยะก่อนการฝังตัวประสบความสำเร็จเป็นครั้งแรกโดย Alan Handyside ชาวอังกฤษเป็นผู้ตัดเซลล์ blastomere จากตัวอ่อนระยะ cleavage ซึ่งมี 8-10 เซลล์ในวันที่ 3 หลังการปฏิสนธิตัวอ่อนในหลอดแก้ว ตรวจวินิจฉัยเพศตัวอ่อนเพื่อหลีกเลี่ยงโรคที่ถ่ายทอดผ่านทางโครโมโซมเพศโดยเทคนิคปฏิกิริยาลูกโซ่ที่โรงพยาบาล Hammersmith กรุงลอนดอน (Handyside et al., 1990) ต่อมาก็ได้มีสถาบันทางการแพทย์หลายสถาบันทั่วโลกประยุกต์ใช้และให้บริการการวินิจฉัยก่อนการฝังตัวสำหรับโรคพันธุกรรมต่าง ๆ เพิ่มขึ้นโดยใช้เทคนิคทางอณูชีววิทยาสมัยใหม่ที่มีความซับซ้อนมากขึ้น โดยใช้เทคนิค fluorescent in situ hybridisation (FISH) ในการตรวจวินิจฉัยความผิดปกติของโครโมโซมที่เป็นจำนวนนับและที่เป็น translocation และใช้ในการตรวจเพศของตัวอ่อนเพื่อหลีกเลี่ยงโรคที่ถ่ายทอดบนโครโมโซมเพศ (ส่วนใหญ่เป็น X-linked recessive) ส่วนโรคพันธุกรรมชนิดยีนเดี่ยวใช้เทคนิคปฏิกิริยาลูกโซ่ (polymerase chain reaction, PCR) (Wells and Delhanty, 2001) (รูปที่ 1)
การตัดตรวจเซลล์บลาสโตเมียที่ระยะ 8-10 เซลล์ (Cleavage stage embryo biopsy)
การวินิจฉัยระยะก่อนการฝังตัวจำเป็นต้องอาศัยเทคนิคการทำทารกหลอดแก้ว (in vitro fertilisation, IVF) เพื่อให้ได้ตัวอ่อนจำนวนมากพอสำหรับการตรวจวินิจฉัยและคัดเลือกตัวอ่อนที่ปกติ เทคนิคการเก็บตัวอย่างพันธุกรรมจากตัวอ่อนที่เป็นที่นิยมมากที่สุดในโลกคือ การตัดตรวจเซลล์ระยะ 8-10 เซลล์ ในวันที่ 3 หลังการปฏิสนธิ (cleavage stage embryo biopsy) (Sermon et al., 2005) กระทำโดยการเจาะรูที่ zona pellucida ของตัวอ่อนระยะที่มี 8-10 เซลล์ที่เจริญมาจากการทำทารกหลอดแก้ว โดยใช้สารละลาย acid Tyrodes หรือลำแสงเลเซอร์ หรือใช้คมของปลาย pipette ตัด แล้วดูดเอา 1-2 เซลล์ออกมาโดยใช้เครื่องมือ micromanipulator แล้วนำ 1-2 เซลล์ดังกล่าวไปทำการตรวจวินิจฉัยโรคทางพันธุกรรม (Handyside et al., 1989) ผลการตรวจนี้ช่วยให้สามารถเลือกเฉพาะตัวอ่อนที่ไม่เป็นโรคทางพันธุกรรมดังกล่าวใส่เข้าในโพรงมดลูก
การตัดตรวจโพลาร์บอดี้ (Polar body biopsy)
การตัดตรวจ polar body (Munne et al., 1995; Verlinsky et al., 1992) ซึ่งเป็นสารพันธุกรรมที่แยกออกมาจากไข่ (oocyte) ในการแบ่งเซลล์แบบ meiosis และจะสลายไป เป็นอีกเทคนิคหนึ่งที่มีผู้ใช้ในการเก็บตัวอย่างพันธุกรรมในการตรวจวินิจฉัยโรค บางคนเรียกวิธีนี้ว่าเป็น preconception diagnosis ข้อด้อยของเทคนิคการตรวจนี้ได้แก่ การตรวจโดยวิธีนี้ไม่สามารถทำนายยีนที่จะมาจากตัวอสุจิได้ จึงไม่สามารถใช้ในการเลือกเพศตัวอ่อนได้ และไม่สามารถใช้วินิจฉัยโรคทางพันธุกรรมชนิดยีนเด่นที่บิดาเป็นพาหะได้ สำหรับโรคทางพันธุกรรมชนิดยีนด้อย แม้ไข่บางฟองที่มียีนที่ผิดปกติ แต่มีโอกาสร้อยละ 50 ที่จะปฏิสนธิกับตัวอสุจิที่มียีนปกติ และให้กำเนิดตัวอ่อนที่ไม่เป็นโรคร้ายแรงได้ วิธีการตรวจนี้จึงทำให้สูญเสียไข่ดังกล่าวไปถึงครึ่งหนึ่ง นอกจากนี้ เทคนิคการตรวจนี้ยังไม่สามารถทำนายความผิดปกติที่อาจเกิดขึ้นหลังการปฏิสนธิได้ ได้แก่ ภาวะ mosaicism ตัวอ่อนที่เกิดจากไข่ดังกล่าวจึงยังมีความเสี่ยงที่จะมีความผิดปกติอยู่
การตัดตรวจเซลล์ระยะบลาสโตซิส (Blastocyst biopsy)
การตัดตรวจเซลล์ตัวอ่อนที่ระยะ blastocyst (Muggleton Harris et al., 1995) เป็นอีกเทคนิคหนึ่งที่สามารถใช้ในการวินิจฉัยก่อนการฝังตัวได้ ในวันที่ 6-7 หลังการปฏิสนธิ ตัวอ่อนจะอยู่ในระยะ blastocyst ซึ่งมีเซลล์ประมาณ 120 เซลล์ มีการแยกเซลล์ออกเป็น 2 ชนิด คือ inner cell mass ซึ่งจะเจริญไปเป็นตัวอ่อนกับ yolk sac และ trophectoderm ซึ่งจะเจริญไปเป็นรกและถุงน้ำ เมื่อเจาะรูที่ zona pellucida แล้วเลี้ยงตัวอ่อนต่อไป เซลล์ trophectoderm บางส่วนจะยื่นออกมาจากรูดังกล่าว สามารถตัดเซลล์ดังกล่าวไปใช้ในการตรวจวินิจฉัยโรคได้ถึง 10-30 เซลล์ ทำให้เทคนิคการตรวจวินิจฉัยโรคสามารถกระทำได้ง่ายขึ้นมากกว่าการตรวจวิเคราะห์จากเซลล์เดียว อย่างไรก็ตาม เทคนิคนี้มีข้อด้อยที่ผลการตรวจกลุ่มเซลล์ที่จะพัฒนาไปเป็นรกอาจมีลักษณะทางพันธุกรรมที่แตกต่างไปจากกลุ่มเซลล์ที่จะพัฒนาไปเป็นตัวอ่อน (ภาวะ mosaicism) และการเลี้ยงตัวอ่อนในตู้อบต่อไปจนถึงระยะ blastocyst ทำให้จำนวนตัวอ่อนคุณภาพดีพอที่จะใส่ในโพรงมดลูกได้เหลือน้อยลง เมื่อเทคนิคการเลี้ยงตัวอ่อนในระยะ blastocyst มีประสิทธิภาพมากขึ้น เชื่อว่าการตัดตรวจเซลล์ที่ระยะนี้อาจจะเป็นที่นิยมมากขึ้น
Fluorescent in situ hybridisation (FISH)
ในระยะเริ่มแรกมีการใช้เทคนิค PCR ในการตรวจเพศตัวอ่อนเพื่อหลีกเลี่ยงโรคพันธุกรรมที่อยู่บนโครโมโซมเพศ (Handyside et al., 1989) แต่ต่อมาพบว่าการใช้เทคนิค PCR ในการตรวจเพศตัวอ่อนอาจทำให้ผลการวินิจฉัยผิดพลาดได้ (Handyside and Delhanty, 1993) เนื่องจากปัญหาการตรวจยีนได้ไม่ครบ (allele drop out, ADO) และเทคนิค PCR ไม่สามารถบอกจำนวนของโครโมโซม X ได้ ในกรณีตัวอ่อนที่มีโครโมโซม 45,XO (Turner’s syndrome) ซึ่งผลการตรวจโดยเทคนิค PCR จะเหมือนกันกับ 46,XX ก็มีความเสี่ยงที่จะมีโรคพันธุกรรมดังกล่าวเช่นเดียวกับทารกเพศชาย จึงมีข้อแนะนำให้ใช้เทคนิค FISH ในการตรวจเลือกเพศตัวอ่อน ซึ่งสามารถบอกจำนวนของโครโมโซม X ได้ และไม่มีปัญหา ADO ทำให้การวินิจฉัยมีความแม่นยำมากขึ้น ปัญหาที่อาจทำให้การวินิจฉัยโดยเทคนิค FISH ผิดพลาด ได้แก่ การซ้อนทับกันของโครโมโซมที่ตรวจ ประสิทธิภาพในการ hybridisation ของ FISH probe ซึ่งอาจลดลงเมื่อใช้ probe สำหรับหลายโครโมโซมร่วมกันในการตรวจครั้งเดียวกัน ความผิดปกติชนิด mosaicism ซึ่งมีเซลล์ที่มีลักษณะของโครโมโซมแตกต่างกันมากกว่าหนึ่งแบบในตัวอ่อนเดียวกัน การตรวจสองเซลล์จากแต่ละตัวอ่อนจะช่วยลดความเสี่ยงต่อการวินิจฉัยผิดพลาดจากสาเหตุดังกล่าวลงได้
การตรวจคัดกรองระยะก่อนการฝังตัว Preimplantation genetic screening (PGS)
จากการศึกษาวิเคราะห์จำนวนโครโมโซมในตัวอ่อนระยะก่อนการฝังตัวโดยเทคนิค FISH พบว่ากว่าครึ่งหนึ่งของตัวอ่อนที่มีลักษณะภายนอกปกติ มีโครโมโซมผิดปกติ (Delhanty et al., 1997) การศึกษาโดยเทคนิค comparative genomic hybridisation (CGH) ซึ่งเป็นเทคนิคที่สามารถตรวจโครโมโซมได้ครบทุกคู่ก็ให้ผลยืนยันเช่นเดียวกัน (Voullaire et al., 2000; Wells and Delhanty, 2000) นอกจากการใช้เทคนิค FISH เพื่อประโยชน์ในการตรวจวินิจฉัยความผิดปกติของโครโมโซมในจำนวนนับและชนิด translocation แล้ว จึงมีการประยุกต์ใช้เทคนิคนี้ในการทำทารกหลอดแก้วทั่วไปที่มีข้อบ่งชี้เนื่องมาจากภาวะมีบุตรยากเพื่อตรวจคัดกรองความผิดปกติของจำนวนโครโมโซมคู่ที่พบบ่อยในมนุษย์ (ได้แก่ คู่ที่ 21, 18, 13, X และ Y) เพื่อเพิ่มอัตราการตั้งครรภ์และหลีกเลี่ยงการตั้งครรภ์ทารกที่มีความผิดปกติของโครโมโซม (Munné et al., 1999) โดยเฉพาะอย่างยิ่งในมารดาที่อายุมากกว่า 35 ปี มีประวัติแท้งบุตรตั้งแต่ 2 ครั้งขึ้นไป และเคยทำทารกหลอดแก้วแต่ไม่ประสบความสำเร็จอย่างน้อย 3 ครั้ง การตรวจวินิจฉัยระยะก่อนการฝังตัวในลักษณะนี้เรียกว่า PGD for aneuploidy screening (PGS)
ปฏิกิริยาลูกโซ่จากเซลล์เดียว (Single cell PCR)
การตรวจวินิจฉัยโรคพันธุกรรมชนิดยีนเดี่ยวโดยเทคนิค PCR ยังเป็นวิธีที่ละเอียดอ่อนและซับซ้อน มีขั้นตอนแตกต่างกันตามแต่ชนิดของโรคและลักษณะความผิดปกติของยีน (mutation) ทำให้ต้องทุ่มเทเวลาและค่าใช้จ่ายสูงในการเตรียมการตรวจแต่ละราย เป็นข้อจำกัดในการให้บริการ ปัญหาสำคัญในการวินิจฉัยระยะก่อนการฝังตัวโดยใช้ปฏิกิริยาลูกโซ่จากเซลล์เดียวได้แก่ ปัญหาประสิทธิภาพของการขยายปริมาณสารพันธุกรรม (DNA) จากปฏิกิริยาลูกโซ่ (amplification failure, AF) ปัญหาการตรวจยีนได้ไม่ครบ (allele drop out, ADO) และปัญหาการปนเปื้อน (contamination) ปัญหา AF อาจเกิดจากการที่เซลล์ดังกล่าวอาจไม่มีนิวเคลียสหรืออยู่ในระหว่างการย่อยสลาย บางครั้งเซลล์ที่ต้องการตรวจอาจหล่นหายไปในระหว่างการนำใส่ลงในหลอดวิเคราะห์ นอกจากนี้ ส่วนผสมของสารละลายและโปรแกรมที่ใช้ในปฏิกิริยาลูกโซ่ก็อาจมีผลต่อประสิทธิภาพของ PCR (Piyamongkol et al., 2003)
ปัญหาการตรวจยีนได้ไม่ครบ (ADO) คือการตรวจไม่พบยีนใดยีนหนึ่ง (allele) ของสองยีนในเซลล์พันธุ์ทาง (heterozygote) ทำให้การวินิจฉัยสรุปผลผิดว่าเซลล์นั้นเป็นเซลล์พันธุ์แท้ (homozygote) โดยทั่วไปแล้วปัญหา ADO พบได้ประมาณร้อยละ 2-20 (Ray and Handyside, 1996) สาเหตุที่แท้จริงยังไม่เป็นที่ทราบแน่ชัด มีผู้ตั้งสมมุติฐานว่าปัญหานี้อาจเกิดจากการที่ DNA เริ่มย่อยสลาย การเข้าถึงส่วนของ DNA ที่ต้องการตรวจโดยปฏิกิริยาลูกโซ่ได้ไม่ดี และเทคนิคการย่อยเซลล์ที่แตกต่างกัน มีผู้พยายามลดอุบัติการณ์ของปัญหานี้โดยแนะนำเทคนิคปฏิกิริยาลูกโซ่ชนิดเรืองแสง (fluorescent PCR, F-PCR), การเพิ่มอุณหภูมิในขั้นตอน denaturation ของปฏิกิริยาลูกโซ่ และการใช้น้ำยาย่อยเซลล์ชนิดต่าง ๆ นอกจากนี้ การวิเคราะห์ผลโดยใช้วิธี linkage analysis ร่วมด้วย และการสรุปผลการวินิจฉัยจากสองเซลล์สำหรับแต่ละตัวอ่อน จะสามารถช่วยลดความเสี่ยงที่จะวินิจฉัยผิดพลาดได้ (Piyamongkol et al., 2001a)
ปัญหาการปนเปื้อน DNA อื่นเป็นปัญหาใหญ่อีกปัญหาหนึ่งในการทำปฏิกิริยาลูกโซ่จากเซลล์เดียว สามารถป้องกันการปนเปื้อน DNA จากสิ่งแวดล้อมได้โดยการเตรียมการทำปฏิกิริยาลูกโซ่ในห้องแยกพิเศษที่สะอาดและอยู่ต่างที่กับบริเวณที่ทำการตรวจวิเคราะห์ สารเคมีและน้ำยาเลี้ยงเซลล์ควรได้รับการตรวจสอบให้แน่ใจอยู่เสมอว่าไม่มีการปนเปื้อน ในขั้นตอนการปฏิสนธิควรใช้เทคนิค intracytoplasmic sperm injection (ICSI) เพื่อหลีกเลี่ยงการปนเปื้อน DNA จากตัวอสุจิ นอกจากนี้ยังควรกำจัดเซลล์ cumulus ที่อยู่รอบ ๆ ไข่ให้หมดก่อนการปฏิสนธิเพื่อลดความเสี่ยงต่อการปนเปื้อน DNA จากมารดา การใช้เทคนิค nested PCR โดยนำ DNA ที่ได้จากปฏิกิริยาลูกโซ่ครั้งแรกมาเป็นต้นแบบในปฏิกิริยาลูกโซ่ครั้งที่สองซึ่งใช้ primers อีกชุดหนึ่งที่ขยายได้ส่วนของ DNA ที่สั้นลงแต่อยู่ในส่วนของ DNA จากชั้นแรกสามารถช่วยลดปัญหาจากการปนเปื้อนได้ มีผู้ใช้เอ็นซายม์เพื่อย่อยสลาย DNA แปลกปลอมก่อนที่จะใส่เซลล์ที่ต้องการตรวจวินิจฉัย (Sermon et al., 1998) อย่างไรก็ตาม การปนเปื้อน DNA จากมารดายังเป็นปัญหาสำคัญที่ยังพบได้และเป็นสาเหตุของการวินิจฉัยผิดพลาด สำหรับโรคทางพันธุกรรมชนิดยีนเดี่ยวที่มีลักษณะเด่น การปนเปื้อน DNA จากมารดาจะไม่ทำให้เกิดการวินิจฉัยผิดพลาด แต่จะทำให้จำนวนของตัวอ่อนปกติที่สามารถใส่ในโพรงมดลูกได้ลดลง สำหรับโรคทางพันธุกรรมชนิดยีนเดี่ยวที่มีลักษณะด้อย (ได้แก่ โรคอัลฟาและบีต้าธาลัสซีเมียในประเทศไทย) การปนเปื้อน DNA จากมารดาที่เป็นพันธุ์ทางในเซลล์ที่เป็นโรคพันธุ์แท้ จะทำให้การวินิจฉัยสรุปว่าตัวอ่อนนั้นเป็นพันธุ์ทาง (แฝง) และเลือกตัวอ่อนที่เป็นโรคดังกล่าวใส่ในโพรงมดลูก การตรวจวิเคราะห์โดยใช้ DNA fingerprinting ร่วมด้วย จะช่วยบอกได้ว่ามี DNA ปนเปื้อนหรือไม่ และสามารถป้องกันการวินิจฉัยผิดพลาดได้ (Piyamongkol et al., 2001b)
การวินิจฉัยระยะก่อนการฝังตัวสำหรับโรคธาลัสซีเมีย
การวินิจฉัยระยะก่อนการฝังตัวสำหรับโรคบีต้าธาลัสซีเมียมีรายงานเป็นครั้งแรกจากสหรัฐอเมริกาในปี ค.ศ. 1998 หลังจากนั้นก็มีรายงานการวินิจฉัยระยะก่อนการฝังตัวสำหรับโรคบีต้าธาลัสซีเมียจากประเทศต่าง ๆ ได้แก่ กรีก, เบลเยียม, อิตาลี, ออสเตรเลีย, จีน และไทย มากันอย่างต่อเนื่อง เป็นที่สังเกตว่าแต่ละรายงานต่างใช้เทคนิคการตรวจวิเคราะห์ดีเอ็นเอที่แตกต่างกันตามความถนัดของแต่ละสถาบัน นอกจากนี้ ชนิดความผิดปกติทางยีนของโรคบีต้าธาลัสซีเมียในแต่ละรายงานก็ยังมีความแตกต่างกัน ส่วนการวินิจฉัยระยะก่อนการฝังตัวสำหรับโรคอัลฟาธาลัสซีเมียมีรายงานเป็นครั้งแรกจากจีนในปี ค.ศ. 2005 อย่างไรก็ตาม จะเห็นว่าแม้การวินิจฉัยระยะก่อนคลอดโดยการตรวจวิเคราะห์ดีเอ็นเอสำหรับโรคอัลฟาและบีต้ธาลัสซีเมียจะมีแพร่หลายกันทั่วไปแล้ว แต่สถาบันที่สามารถให้บริการการวินิจฉัยระยะก่อนการฝังตัวสำหรับโรคอัลฟาและบีต้าธาลัสซีเมียยังมีจำนวนจำกัดอยู่ เนื่องจากข้อจำกัดในเทคโนโลยีปฏิกิริยาลูกโซ่จากเซลล์เดียว ทำให้บางครั้งอาจไม่ได้ผลการตรวจหรือเกิดการวินิจฉัยผิดพลาด เป็นสำคัญ
สถานการณ์ในประเทศไทย โดยการสนับสนุนของคณะแพทยศาสตร์ มหาวิทยาลัยเชียงใหม่, สภาวิจัย (วช.), สำนักงานกองทุนสนับสนุนการวิจัย (สกว.), สำนักงานคณะกรรมการการอุดมศึกษา (สกอ.), บริษัท เอไซ (ประเทศไทย) มาร์เก็ตติ้ง จำกัด และบริษัท เอ็มเอสดี ประเทศไทย (เชริ่ง-พลาว ออร์กานอน) จำกัด หัวหน้าโครงการฯ รศ.ดร.นพ.วีรวิทย์ ปิยะมงคล และรศ.นพ.ธีระพร วุฒยวนิช ได้ริเริ่มให้บริการการคัดตัวอ่อนโรคธาลัสซีเมียโดยใช้เทคนิคการวิเคราะห์ดีเอ็นเอจากเซลล์เดียว ณ ภาควิชาสูติศาสตร์และนรีเวชวิทยา โรงพยาบาลมหาราชนครเชียงใหม่ คณะแพทยศาสตร์ มหาวิทยาลัยเชียงใหม่ ตั้งแต่ พ.ศ. 2547 ทำการตรวจไปแล้ว 17 ราย ประสบความสำเร็จในการคัดตัวอ่อนโรคบีต้าธาลัสซีเมียได้ทารกเพศชายคลอดเมื่อวันที่ 2 มิถุนายน 2548 น้ำหนักแรกคลอด 2,900กรัม สุขภาพสมบูรณ์แข็งแรงดี ผลการตรวจเลือดทั้งก่อนคลอดและหลังคลอดยืนยันผลการตรวจก่อนการฝังตัวว่าทารกไม่มียีนผิดปกติของบีต้าธาลัสซีเมีย (Piyamongkol et al., 2006) ประสบความสำเร็จในการคัดตัวอ่อนสำหรับโรคอัลฟาธาลัสซีเมียได้ทารกเพศชายคลอดเมื่อวันที่ 2 ตุลาคม 2551 น้ำหนักแรกคลอด 3,280 กรัม สุขภาพสมบูรณ์แข็งแรงดี ผลการตรวจเลือดทั้งก่อนคลอดและหลังคลอดยืนยันผลการตรวจระยะก่อนการฝังตัวว่าทารกไม่เป็นโรคอัลฟาธาลัสซีเมียชนิดรุนแรง (Piyamongkol et al., in preparation) ขณะนี้ ยังมีมารดาที่ประสบความสำเร็จจากการคัดตัวอ่อนสำหรับโรคอัลฟาธาลัสซีเมียดำเนินการตั้งครรภ์อยู่อีก 3 ราย
บทสรุป
โดยสรุป การตรวจ PGD หรือการเลือกตัวอ่อนเป็นเทคนิคการวินิจฉัยโรคทางพันธุกรรมที่เป็นทางเลือกใหม่ให้ครอบครัวที่มีความเสี่ยงที่จะมีบุตรเป็นโรคทางพันธุกรรมร้ายแรงได้ตั้งครรภ์โดยมีตัวอ่อนที่ปราศจากโรคดังกล่าว ได้เปรียบการวินิจฉัยก่อนคลอดแบบเดิมที่ไม่จำเป็นต้องทำแท้งบุตรในกรณีที่ผลการตรวจพบว่าทารกมียีนผิดปกติ จึงเป็นที่ยอมรับของสังคมมากกว่าและไม่ผิดจริยธรรม ศีลธรรม และกฎหมาย การวินิจฉัยระยะก่อนการฝังตัวสำหรับโรคอัลฟาและบีต้าธาลัสซีเมียในประเทศไทยประสบความสำเร็จเป็นครั้งแรก ณ ศูนย์การวินิจฉัยก่อนการฝังตัว ภาควิชาสูติศาสตร์และนรีเวชวิทยา คณะแพทยศาสตร์ มหาวิทยาลัยเชียงใหม่ ปัจจุบันยังคงดำเนินการพัฒนาเทคนิคการตรวจวิเคราะห์ DNA เพิ่มเติมและให้บริการการวินิจฉัยระยะก่อนการฝังตัวอย่างต่อเนื่อง
เอกสารอ้างอิง
Ao A, Wells D, Handyside AH, Winston RM, Delhanty JD. 1998. Preimplantation genetic diagnosis of inherited cancer: familial adenomatous polyposis coli. J Assist Reprod Genet 15: 140-144.
Conn CM, Harper JC, Winston RM, Delhanty JD. 1998. Infertile couples with Robertsonian translocations: preimplantation genetic analysis of embryos reveals chaotic cleavage divisions. Hum Genet 102: 117-123.
Delhanty JD, Harper JC, Ao A, Handyside AH, Winston RM. 1997. Multicolour FISH detects frequent chromosomal mosaicism and chaotic division in normal preimplantation embryos from fertile patients. Hum Genet 99: 755-760.
Handyside AH, Delhanty JDA. 1993. Cleavage stage biopsy of human embryos and diagnosis of X-linked recessive disease. In: Edwards RG, ed. Preimplantation diagnosis of human genetic disease. Cambridge: Cambridge University Press. pp 239-270.
Handyside AH, Kontogianni EH, Hardy K, Winston RM. 1990. Pregnancies from biopsied human preimplantation embryos sexed by Y-specific DNA amplification. Nature 344: 768-770.
Handyside AH, Pattinson JK, Penketh RJ, Delhanty JD, Winston RM, Tuddenham EG. 1989. Biopsy of human preimplantation embryos and sexing by DNA amplification. Lancet 1: 347-349.
Muggleton Harris AL, Glazier AM, Pickering S, Wall M. 1995. Genetic diagnosis using polymerase chain reaction and fluorescent in-situ hybridization analysis of biopsied cells from both the cleavage and blastocyst stages of individual cultured human preimplantation embryos. Hum Reprod 10: 183-192.
Munné S, Dailey T, Sultan KM, Grifo J, Cohen J. 1995. The use of first polar bodies for preimplantation diagnosis of aneuploidy. Hum Reprod 10: 1014-1020.
Munné S, Magli C, Cohen J, et al. 1999. Positive outcome after preimplantation diagnosis of aneuploidy in human embryos. Hum Reprod 14: 2191-2199.
Piyamongkol W, Bermudez MG, Harper JC, Wells D. 2003. Detailed investigation of factors influencing amplification efficiency and allele drop-out in single cell PCR: implications for preimplantation genetic diagnosis. Mol Hum Reprod 9: 411-420.
Piyamongkol W, Harper JC, Delhanty JD, Wells D. 2001a. Preimplantation genetic diagnostic protocols for alpha- and beta-thalassaemias using multiplex fluorescent PCR. Prenat Diagn 21: 753-759.
Piyamongkol W, Harper JC, Sherlock JK, Doshi A, Serhal PF, Delhanty JD, et al. 2001b. A successful strategy for preimplantation genetic diagnosis of myotonic dystrophy using multiplex fluorescent PCR. Prenat Diagn 21: 223-232.
Piyamongkol W, Vutyavanich T, Piyamongkol S, Wells D, Kunaviktikul C, Tongsong T, et al. 2006. A successful strategy for Preimplantation Genetic Diagnosis of beta-thalassemia and simultaneous detection of Down’s syndrome using multiplex fluorescent PCR. J Med Assoc Thai 89: 918-927.
Ray PF, Handyside AH. 1996. Increasing the denaturation temperature during the first cycles of amplification reduces allele dropout from single cells for preimplantation genetic diagnosis. Mol Hum Reprod 2: 213-218.
Sermon K, Goossens V, Seneca S, Lissens W, De Vos A, Vandervorst M, et al. 1998. Preimplantation diagnosis for Huntington’s disease (HD): clinical application and analysis of the HD expansion in affected embryos. Prenat Diagn 18: 1427-1436.
Sermon K, Moutou C, Harper J, Geraedts J, Scriven P, Wilton L, et al. 2005. ESHRE PGD Consortium data collection IV: May-December 2001. Hum Reprod 20: 19-34.
Verlinsky Y, Rechitsky S, Evsikov S, White M, Cieslak J, Lifchez A, et al. 1992. Preconception and preimplantation diagnosis for cystic fibrosis. Prenat Diagn 12: 103-110.
Voullaire L, Slater H, Williamson R, Wilton L. 2000. Chromosome analysis of blastomeres from human embryos by using comparative genomic hybridization. Hum Genet 106: 210-217.
Wells D, Delhanty JD. 2000. Comprehensive chromosomal analysis of human preimplantation embryos using whole genome amplification and single cell comparative genomic hybridization. Mol Hum Reprod 6: 1055-1062.
Wells D, Delhanty JD. 2001. Preimplantation genetic diagnosis: applications for molecular medicine. Mol Med Today (Trends Mol Med ) 7: 23-30.