Author Archives: Theera Tongsong

หัตถการการวินิจฉัยก่อนคลอดในครรภ์แฝด : Invasive prenatal diagnosis in multiple pregnancies

การวินิจฉัยก่อนคลอดในการตั้งครรภ์แฝด มีความจำเป็นต้องทราบ chorionicity ก่อนการทำหัตถการเพื่อกำหนดจำนวนครั้งของการเก็บตัวอย่างเซลล์ทารกในครรภ์ การตรวจอัลตราซาวด์สามารถประเมินจำนวนรก, ตำแหน่งการเกาะของรก (placental implantation sites), ความหนาของเยื่อกั้น (intertwin membrane / dividing membrane) และการพบ lambda sign (twin peak sign) ในการตั้งครรภ์ dichorionic placentas ซึ่งมีความแตกต่างจาก T sign (non-peaked sign) ในการตั้งครรภ์ monochorionic placenta นอกจากนี้การกำหนดตำแหน่งของทารกในครรภ์ให้แม่นยำก่อนการทำหัตถการการวินิจฉัยก่อนคลอดยังมีความสำคัญหากจำเป็นต้องยุติการตั้งครรภ์ในทารกคนใดคนหนึ่ง

1. การเจาะชิ้นเนื้อรกในครรภ์แฝด

การเก็บตัวอย่างชิ้นเนื้อรกในครรภ์แฝดสามารถทำได้โดยการใช้เข็มเจาะผ่านทางหน้าท้องมารดา (transabdominal CVS) หรือ การดูดเก็บหรือคีบตัดชิ้นเนื้อรกโดยใช้อุปกรณ์สอดผ่านทางปากมดลูก (transcervical CVS) หรือทำทั้ง 2 วิธีร่วมกัน โดยอาจเก็บชิ้นเนื้อรก 1 หรือ 2 ครั้ง โดยใช้ข้อพิจารณาดังนี้

• เก็บตัวอย่างชิ้นเนื้อรก 1 ตัวอย่างจากรกที่มีลักษณะของ monochorionic twins เช่น พบรกเดียว ไม่มีเยื่อกั้นระหว่างทารกทั้งสองคน หรือเยื่อกั้นบางและพบ non-peaked sign หรือ T sign
• เก็บตัวอย่างชิ้นเนื้อรก 2 ตัวอย่างจากรกที่มีลักษณะของ dichorionic twins เช่น พบสองรกแยกจากกันชัดเจน โดยเทคนิคในการเจาะชิ้นเนื้อรกไม่แตกต่างจากการทำหัตถการในครรภ์เดี่ยว แต่อาจเลือกใช้ช่องทางที่แตกต่างกันในเก็บตัวอย่างรก เช่น ทำหัตถการ transabdominal CVS เพื่อเก็บตัวอย่างชิ้นเนื้อรกที่เกาะด้านหน้าของทารกคนหนึ่ง ร่วมกับทำหัตถการ transcervical CVS เพื่อเก็บตัวอย่างชิ้นเนื้อรกที่เกาะด้านหลังของทารกอีกคนหนึ่ง เพื่อลดโอกาสการปนเปื้อนของตัวอย่างชิ้นเนื้อรกระหว่างทารกทั้งสองคน (cross-contamination)
• เก็บตัวอย่างชิ้นเนื้อรก 2 ตัวอย่างจากรกที่มีลักษณะไม่แน่นอน (uncertain chorionicity) เช่น พบรกที่มีลักษณะเชื่อมกัน (fused placentas) โดยเลือกเก็บตัวอย่างชิ้นเนื้อรกในตำแหน่งใกล้สายสะดือเกาะของทารกแต่ละคน หรือเลือกตำแหน่งชายรกห่างจากจุดที่รกเชื่อมกัน เพื่อลดโอกาสเสี่ยงต่อการเก็บตัวอย่างชิ้นเนื้อรกจากทารกคนเดิม 2 ครั้ง ทั้งนี้การแทงเข็มหรือสอดเครื่องมือเพื่อตัดชิ้นเนื้อรกไม่ควรสอดผ่านรกของทารกคนหนึ่งเพื่อไปยังรกของทารกอีกคน

การเจาะชิ้นเนื้อรกในครรภ์แฝดพบว่าให้ผลการวินิจฉัยผิดพลาดได้บ่อยกว่าการเจาะน้ำคร่ำในครรภ์แฝด เกิดจากการเก็บตัวอย่างชิ้นเนื้อรกจากทารกคนเดิม 2 ครั้ง (พบร้อยละ 0.6 – 0.8)^[1-5] การปนเปื้อนระหว่างตัวอย่างชิ้นเนื้อรก และผลการวินิจฉัยที่ไม่สามารถสรุปผลได้ (ผลการวินิจฉัยที่ไม่แน่นอนพบร้อยละ 5 ของจำนวนตัวอย่างชิ้นเนื้อรก และร้อยละ 0.3 ของจำนวนตัวอย่างน้ำคร่ำ) ทำให้จำเป็นต้องตรวจวินิจฉัยด้วยหัตถการอื่นเพิ่มเติม^[6] อย่างไรก็ตามการเจาะชิ้นเนื้อรกมีข้อดีกว่าการเจาะน้ำคร่ำในการทำหัตถการที่อายุครรภ์น้อยกว่า จึงสามารถให้การวินิจฉัยและเลือกยุติการตั้งครรภ์ได้เร็วกว่าหากตรวจพบทารกผิดปกติ

การสูญเสียทารกจากการเจาะชิ้นเนื้อรกในครรภ์แฝด

จากการศึกษาแบบ systematic review ในปีค.ศ. 2012 พบว่ามีรายงานการศึกษาเกี่ยวกับการเจาะชิ้นเนื้อรกในครรภ์แฝดจำนวน 9 รายงาน มีอัตราการสูญเสียทารกตลอดการตั้งครรภ์เท่ากับร้อยละ 3.84 อัตราการสูญเสียทารกก่อนอายุครรภ์ 20 สัปดาห์เท่ากับร้อยละ 2.75 และอัตราการสูญเสียทารกก่อนอายุครรภ์ 28 สัปดาห์เท่ากับร้อยละ 3.44 โดยไม่พบความแตกต่างของอัตราการสูญเสียทารกในครรภ์ระหว่างการทำหัตถการ transabdominal CVS และ transcervical CVS จากรายงานการศึกษานี้ได้ประเมินว่าการเจาะชิ้นเนื้อรกเพิ่มอัตราการสูญเสียทารกในครรภ์ร้อยละ 1 จาก background risk^[5]

1. การเจาะน้ำคร่ำในครรภ์แฝด

การเจาะน้ำคร่ำในครรภ์แฝดสามารถทำได้หลายเทคนิคสรุปได้ดังตารางที่ 1 การเลือกใช้เทคนิควิธีใดขึ้นอยู่กับความถนัดของผู้ทำหัตถการ และข้อจำกัดของแต่ละหัตถการดังนี้

2.1 Dye as a marker, double needles technique^[7]

เทคนิคนี้ใช้การแทงเข็ม spinal needle สองครั้งไปยังถุงน้ำคร่ำสองถุงในเวลาที่ต่างกัน โดยหลังจากดูดเก็บตัวอย่างน้ำคร่ำจากถุงน้ำคร่ำถุงแรก ผู้ทำหัตถการฉีดสี (methylene blue หรือ indigo carmine) ที่ละลายใน sterile water ปริมาณ 2 – 3 ซีซีเข้าไปในถุงน้ำคร่ำถุงแรกแล้วจึงถอนเข็มออก จากนั้นจึงเจาะน้ำคร่ำและเก็บตัวอย่างน้ำคร่ำจากถุงที่สองซึ่งควรมีลักษณะใสตามปกติ หากน้ำคร่ำที่เก็บได้มีสีที่ฉีดปนเปื้อนมาด้วย บ่งชี้ว่าน้ำคร่ำที่ได้มาจากถุงน้ำคร่ำถุงแรก อย่างไรก็ตามน้ำคร่ำที่ปนเปื้อนสีอาจเกิดจาก การเจาะน้ำคร่ำใน monoamniotic twins หรือการฉีดสีที่เข้มข้นมากเกินไปใน monochorionic-diamniotic twins ทำให้เกิดการซึมผ่านของสีไปยังถุงน้ำคร่ำอีกถุง จากรายงานการศึกษาในปี 1992 พบอัตราการเจาะได้น้ำคร่ำปนเปื้อนสีร้อยละ 3.5^[8] จากการเจาะน้ำคร่ำในครรภ์แฝดคนที่สอง อย่างไรก็ตามเทคนิควิธีนี้ใช้ลดลงอย่างมากในปัจจุบัน เนื่องจากเทคโนโลยีการตรวจอัลตราซาวด์ให้ภาพเคลื่อนไหวที่มีความละเอียดและความคมชัดสูง จึงมีความถูกต้องแม่นยำในการเจาะน้ำคร่ำในครรภ์แฝดโดยไม่จำเป็นต้องใช้การฉีดสี

การเลือกชนิดของสีที่ใช้ฉีดเข้าถุงน้ำคร่ำ

สีที่ใช้ฉีดเข้าถุงน้ำคร่ำมีสองชนิดได้แก่ methylene blue และ indigo carmine แม้ว่า methylene blue จะถูกเลือกใช้ในระยะเริ่มแรกของการเจาะน้ำคร่ำในครรภ์แฝด แต่มีรายงานว่าสัมพันธ์กับทารกพิการแต่กำเนิดในครรภ์ ได้แก่ ภาวะ small bowel atresia สูงถึงร้อยละ 19^{[8, 9]} นอกจากนี้ยังพบภาวะ neonatal hemolytic anemia และทารกเสียชีวิตในครรภ์ได้^{[10, 11]} ผลของ methylene blue ที่มีต่อลำไส้เล็กของทารกในครรภ์เชื่อว่าเกิดจากการกระตุ้นให้ sympathetic nerves ที่เลี้ยง mesentery vessels หลั่งสาร norepineprine และ dopamine ทำให้เกิดภาวะ localized vasoconstriction หรืออาจเกิดจากการที่ทารกกลืนน้ำคร่ำที่ปนเปื้อน methylene blue ซึ่งส่งผลต่อ endothelial cells ของลำไส้เล็ก

การใช้ indigo carmine ในการเจาะน้ำคร่ำในครรภ์แฝดพบว่าไม่สัมพันธ์กับภาวะทารกพิการแต่กำเนิดในครรภ์^{[12, 13]} (มีรายงานการเกิดภาวะ jejunal atresia หนึ่งรายภายหลังการใช้ indigo carmine)^[8] อย่างไรก็ตาม indigo carmine ทำให้เกิดภาวะ mild vasoconstrictive effect ได้หากฉีดเข้าเส้นเลือด จึงอาจจำเป็นต้องตรวจติดตามด้วยอัลตราซาวด์เพื่อค้นหาภาวะทารกพิการแต่กำเนิดหลังการฉีดสีเข้าถุงน้ำคร่ำ

2.2 Dye-free, single needle technique^[14]

เทคนิคนี้ใช้ spinal needle เพียงอันเดียวในการเจาะดูดน้ำคร่ำสองถุง โดยผู้ทำหัตถการแทงเข็ม spinal needle เข้าไปในถุงน้ำคร่ำถุงแรกในตำแหน่งที่ใกล้กับ intertwin membrane หลังจากดูดเก็บตัวอย่างน้ำคร่ำจากถุงน้ำคร่ำถุงแรกแล้ว ให้ใส่ stylet กลับคืนและล็อคให้เข้าที่ จากนั้นแทงเข็มทะลุผ่าน intertwin membrane เข้าไปยังถุงน้ำคร่ำถุงที่สอง (ดูจากภาพอัลตราซาวด์) ดูดน้ำคร่ำ 1 ซีซีแรกทิ้งเพื่อป้องกันการปนเปื้อน แล้วจึงดูดเก็บตัวอย่างน้ำคร่ำเพื่อส่งตรวจ

ข้อจำกัดของเทคนิคนี้ได้แก่ การปนเปื้อนเซลล์จากถุงน้ำคร่ำถุงแรกไปยังตัวอย่างน้ำคร่ำถุงที่สอง และโอกาสเกิดภาวะ pseudo-monoamniotic twins ได้หากรูเข็มบน intertwin membrane ขยายกว้างออก ทำให้เกิดภาวะ umbilical cord entanglement ตามมาได้

2.3 Dye-free, dual needles technique^[15]

เทคนิคนี้ใช้การแทงเข็ม spinal needle สองครั้งไปยังถุงน้ำคร่ำสองถุงในเวลาเดียวกันภายใต้การตรวจอัลตราซาวด์ตลอดเวลา โดยผู้ทำหัตถการแทงเข็ม spinal needle เข้าไปในถุงน้ำคร่ำถุงแรกและดูดเก็บตัวอย่างน้ำคร่ำเพื่อส่งตรวจ จากนั้นแทงเข็ม spinal needle อันที่สองเข้าไปในถุงน้ำคร่ำที่สอง (ขณะที่เข็ม spinal needle อันแรกยังอยู่ในตำแหน่งเดิม) และดูดเก็บตัวอย่างน้ำคร่ำเพื่อส่งตรวจ โดยภาพอัลตราซาวด์ต้องเห็นเข็ม spinal needle ทั้งสองอันอยู่ในถุงน้ำคร่ำคนละถุง

ข้อจำกัดของเทคนิคนี้ได้แก่ การทำหัตถการต้องอาศัยผู้ทำหัตถการมากกว่าหนึ่งคน (multiple operators) และการแทงเข็ม spinal needle สองอันเข้าสู่ถุงน้ำคร่ำในเวลาเดียวกันเพิ่มความเจ็บปวดแก่สตรีตั้งครรภ์มากกว่าวิธีอื่น

2.4 Dye-free, double needles technique^[16]

เทคนิคนี้ใช้การแทงเข็ม spinal needle สองครั้งไปยังถุงน้ำคร่ำสองถุงในเวลาที่ต่างกัน (คล้ายกับเทคนิคที่ 1 แต่ไม่ฉีดสีเข้าถุงน้ำคร่ำ) โดยผู้ทำหัตถการแทงเข็ม spinal needle เข้าไปในถุงน้ำคร่ำถุงแรกและดูดเก็บตัวอย่างน้ำคร่ำเพื่อส่งตรวจแล้วถอนเข็มออก จากนั้นใช้เข็ม spinal needle อันใหม่เจาะถุงน้ำคร่ำถุงที่สองในตำแหน่งใหม่และเก็บตัวอย่างน้ำคร่ำเพื่อส่งตรวจ

ข้อจำกัดของเทคนิคนี้ได้แก่ การแทงเข็ม spinal needle เข้าถุงน้ำคร่ำถุงเดิมซึ่งพบร้อยละ 3.5 ของการเจาะน้ำคร่ำในครรภ์แฝดทั้งหมด^[8] อย่างไรก็ตามภาวะดังกล่าวสามารถป้องกันได้ด้วยการเลือกตำแหน่งที่จะลงเข็ม โดยเลือกตำแหน่งบนหน้าท้องที่ห่างกันพอสมควร เลือกแอ่งน้ำคร่ำที่อยู่ใกล้ตัวทารกแต่ละคนที่ต้องการเก็บตัวอย่าง และเห็น intertwin membrane ชัดเจนจากภาพอัลตราซาวด์ขณะแทงเข็ม spinal needle ดังนั้นการทำหัตถการภายใต้เครื่องอัลตราซาวด์ที่มีคุณภาพสูง และผู้ทำหัตถการที่มีทักษะความชำนาญมีส่วนช่วยให้การทำหัตถการประสบความสำเร็จ โดยเทคนิคนี้เป็นเทคนิคมาตรฐานที่โรงพยาบาลมหาราชนครเชียงใหม่เลือกใช้ในการเจาะน้ำคร่ำในครรภ์แฝด

การเจาะน้ำคร่ำใน monochorionic twins

การเจาะน้ำคร่ำเพื่อตรวจวินิจฉัยก่อนคลอดใน monozygotic twins ไม่มีความจำเป็นในการเจาะดูดน้ำคร่ำสองครั้งเพื่อเก็บตัวอย่างน้ำคร่ำจากทารกทั้งสองคน เนื่องจากผลการตรวจวินิจฉัยของทารกทั้งสองคนจะเหมือนกันในทางทฤษฏี อย่างไรก็ตามมีบางเหตุผลสนับสนุนการเจาะน้ำคร่ำจากทารกทั้งสองคนดังนี้

• แม้ว่าการตรวจอัลตราซาวด์ในยุคปัจจุบันจะให้ภาพที่มีความชัดเจนมากกว่ายุคก่อน แต่การแยกลักษณะการตั้งครรภ์แฝดจาก chorionicity ว่าเป็น monozygotic twins หรือ dizygotic twins อาจทำได้ยากในบางราย การตรวจอัลตราซาวด์พบรกเดียว (monochorion placenta) อาจเกิดจาก fused dichorionic placentas ของ dizygotic twins การเจาะน้ำคร่ำจากถุงน้ำคร่ำถุงเดียวจึงไม่สามารถให้การวินิจฉัยทารกอีกคนได้
• ภาวะ early mitotic nondisjunction อาจทำให้ monozygotic twins มีผลโครโมโซมที่แตกต่างกันได้ ตัวอย่างเช่น ทารกเพศชายที่มีโครโมโซม 46, XY อาจสูญเสียโครโมโซม Y ระหว่างการแบ่งตัว ทำให้ทารกอีกคนมีโครโมโซม 45, XO ซึ่งมีลักษณะของเพศหญิง^{[17, 18]} การเจาะน้ำคร่ำจึงให้ผลการตรวจวินิจฉัยที่แตกต่างกันแม้จะเป็น monozygotic twins อย่างไรก็ตามภาวะนี้พบน้อยมาก

การสูญเสียทารกจากการเจาะน้ำคร่ำในครรภ์แฝด

อัตราการสูญเสียทารกตลอดการตั้งครรภ์ภายหลังการเจาะน้ำคร่ำในครรภ์แฝดพบว่าเพิ่มขึ้นร้อยละ 1 จากอัตราการสูญเสียทารกครรภ์แฝดที่ไม่ได้รับการเจาะน้ำคร่ำ (background risk) แม้ว่ายังไม่มีการศึกษาวิจัยชนิด randomized controlled trial เปรียบเทียบอัตราการสูญเสียทารกจากการทำหัตถการ มีเพียงการศึกษาวิจัยชนิด systematic review ที่รวบรวมรายงานการศึกษาเกี่ยวกับการเจาะน้ำคร่ำในครรภ์แฝดจำนวน 7 รายงาน พบว่าอัตราการสูญเสียทารกตลอดการตั้งครรภ์เท่ากับร้อยละ 3.07 อัตราการสูญเสียทารกก่อนอายุครรภ์ 20 สัปดาห์เท่ากับร้อยละ 2.25 อัตราการสูญเสียทารกก่อนอายุครรภ์ 24 สัปดาห์เท่ากับร้อยละ 2.54 และอัตราการสูญเสียทารกก่อนอายุครรภ์ 28 สัปดาห์เท่ากับร้อยละ 1.70 เมื่อเปรียบเทียบกับครรภ์แฝดที่ไม่ได้รับการเจาะน้ำคร่ำพบว่าครรภ์แฝดที่ได้รับการเจาะน้ำคร่ำมีโอกาสเสี่ยงต่อการสูญเสียทารกก่อนอายุครรภ์ 24 สัปดาห์เพิ่มขึ้น 1.81 เท่า นอกจากนี้ยังไม่พบความแตกต่างของอัตราการสูญเสียทารกในครรภ์ระหว่างการทำหัตถการโดยใช้เทคนิค single needle และ double needles^[5]

รายงานการศึกษาจากหน่วยเวชศาสตร์มารดาและทารก ภาควิชาสูติศาสตร์และนรีเวชวิทยา คณะแพทยศาสตร์ มหาวิทยาลัยเชียงใหม่ ในครรภ์แฝดที่ได้รับการเจาะน้ำคร่ำเพื่อวินิจฉัยก่อนคลอดระหว่างอายุครรภ์ 16 – 20 สัปดาห์ จำนวน 87 ราย พบว่าอัตราความสำเร็จในการเจาะน้ำคร่ำเท่ากับร้อยละ 100^[19] โดยพบอัตราการสูญเสียทารกในครรภ์และอัตราการคลอดก่อนกำหนด (รวม background risk) แสดงดังตารางที่ 2 และตารางที่ 3

1. การเจาะเลือดสายสะดือทารกในครรภ์แฝด

แม้ว่าเทคนิคในการเจาะเลือดสายสะดือทารกในครรภ์จะไม่แตกต่างกัน แต่การเจาะเลือดสายสะดือทารกในครรภ์แฝดมีความยากกว่าการเจาะเลือดสายสะดือทารกในครรภ์เดี่ยว และการทำหัตถการวินิจฉัยก่อนคลอดในครรภ์แฝดวิธีอื่นๆ เนื่องจากมีความจำกัดในการเลือกตำแหน่งหรือการเข้าถึงสายสะดือทารกที่เหมาะสมในทารกแต่ละคน การเจาะเลือดสายสะดือทารกคนที่สองอาจทำไม่ได้หากทารกคนแรกอยู่ด้านบนและเบียดทารกคนที่สองให้อยู่ลึกลงไปจากผนังหน้าท้องมารดา การเจาะเลือดสายสะดือทารกในครรภ์แฝดยังเพิ่มโอกาสเสี่ยงต่อการสูญเสียทารกในครรภ์มากกว่าหัตถการอื่น จากรายงานการศึกษาการทำหัตถการก่อนปีค.ศ. 2000 พบว่าอัตราการสูญเสียทารกภายใน 2 สัปดาห์หลังการทำหัตถการเท่ากับร้อยละ 8.2 – 12.1^{[20, 21]}

รายงานการศึกษาจากหน่วยเวชศาสตร์มารดาและทารก ภาควิชาสูติศาสตร์และนรีเวชวิทยา คณะแพทยศาสตร์ มหาวิทยาลัยเชียงใหม่ ในครรภ์แฝดที่ได้รับการเจาะเลือดสายสะดือทารกในครรภ์เพื่อวินิจฉัยก่อนคลอดระหว่างอายุครรภ์ 18 – 22 สัปดาห์ จำนวน 30 ราย พบว่าอัตราความสำเร็จในการเจาะน้ำคร่ำเท่ากับร้อยละ 98.3 เวลาเฉลี่ยที่ใช้ในการทำหัตถการของทารกแต่ละคนเท่ากับ 8.2 นาที และเวลาเฉลี่ยที่ใช้ในการทำหัตถการของทารกทั้งสองคนเท่ากับ 16.2 นาที โดยพบอัตราการสูญเสียทารกในครรภ์ตลอดการตั้งครรภ์ (รวม background risk) เท่ากับร้อยละ 9.5^[22] เมื่อศึกษาเปรียบเทียบครรภ์แฝดและครรภ์เดี่ยวที่ได้รับการเจาะเลือดสายสะดือทารกในครรภ์ระหว่างอายุครรภ์ 18 – 22 สัปดาห์ พบว่าอัตราการสูญเสียทารกภายใน 2 สัปดาห์หลังการเจาะเลือดสายสะดือทารกในครรภ์แฝดเท่ากับร้อยละ 1.4 ไม่แตกต่างจากอัตราการสูญเสียทารกภายหลังการเจาะเลือดสายสะดือทารกในครรภ์เดี่ยวที่พบร้อยละ 1.1^[23] ดังแสดงในตารางที่ 4 ซึ่งแตกต่างจากอัตราการสูญเสียทารกภายใน 2 สัปดาห์หลังการทำหัตถการจากรายงานการศึกษาก่อนปีค.ศ. 2000^{[20, 21]} เนื่องจากเทคโนโลยีด้านการตรวจอัลตราซาวด์ที่พัฒนามากขึ้นในปัจจุบัน และประสบการณ์ของผู้ทำหัตถการที่มีความเชี่ยวชาญเพิ่มมากขึ้นตามจำนวนหัตถการที่สะสม ทำให้การเจาะเลือดสายสะดือทารกในครรภ์แฝดมีความเสี่ยงน้อยมากไม่ต่างไปจากครรภ์เดี่ยว

References

1. Wapner RJ, Johnson A, Davis G, Urban A, Morgan P, Jackson L. Prenatal diagnosis in twin gestations: a comparison between second-trimester amniocentesis and first-trimester chorionic villus sampling. Obstet Gynecol 1993;82:49-56.

2. Pergament E, Schulman JD, Copeland K, Fine B, Black SH, Ginsberg NA, et al. The risk and efficacy of chorionic villus sampling in multiple gestations. Prenat Diagn 1992;12:377-384.

3. De Catte L, Liebaers I, Foulon W. Outcome of twin gestations after first trimester chorionic villus sampling. Obstet Gynecol 2000;96:714-720.

4. Brambati B, Tului L, Guercilena S, Alberti E. Outcome of first-trimester chorionic villus sampling for genetic investigation in multiple pregnancy. Ultrasound Obstet Gynecol 2001;17:209-216.

5. Agarwal K, Alfirevic Z. Pregnancy loss after chorionic villus sampling and genetic amniocentesis in twin pregnancies: a systematic review. Ultrasound Obstet Gynecol;40:128-134.

6. van den Berg C, Braat AP, Van Opstal D, Halley DJ, Kleijer WJ, den Hollander NS, et al. Amniocentesis or chorionic villus sampling in multiple gestations? Experience with 500 cases. Prenat Diagn 1999;19:234-244.

7. Elias S, Gerbie AB, Simpson JL, Nadler HL, Sabbagha RE, Shkolnik A. Genetic amniocentesis in twin gestations. Am J Obstet Gynecol 1980;138:169-174.

8. van der Pol JG, Wolf H, Boer K, Treffers PE, Leschot NJ, Hey HA, et al. Jejunal atresia related to the use of methylene blue in genetic amniocentesis in twins. Br J Obstet Gynaecol 1992;99:141-143.

9. Nicolini U, Monni G. Intestinal obstruction in babies exposed in utero to methylene blue. Lancet 1990;336:1258-1259.

10. Kidd SA, Lancaster PA, Anderson JC, Boogert A, Fisher CC, Robertson R, et al. Fetal death after exposure to methylene blue dye during mid-trimester amniocentesis in twin pregnancy. Prenat Diagn 1996;16:39-47.

11. Cragan JD. Teratogen update: methylene blue. Teratology 1999;60:42-48.

12. Pruggmayer MR, Jahoda MG, Van der Pol JG, Baumann P, Holzgreve W, Karkut G, et al. Genetic amniocentesis in twin pregnancies: results of a multicenter study of 529 cases. Ultrasound Obstet Gynecol 1992;2:6-10.

13. Cragan JD, Martin ML, Khoury MJ, Fernhoff PM. Dye use during amniocentesis and birth defects. Lancet 1993;341:1352.

14. Jeanty P, Shah D, Roussis P. Single-needle insertion in twin amniocentesis. J Ultrasound Med 1990;9:511-517.

15. Bahado-Singh R, Schmitt R, Hobbins JC. New technique for genetic amniocentesis in twins. Obstet Gynecol 1992;79:304-307.

16. Antsaklis A, Souka AP, Daskalakis G, Kavalakis Y, Michalas S. Second-trimester amniocentesis vs. chorionic villus sampling for prenatal diagnosis in multiple gestations. Ultrasound Obstet Gynecol 2002;20:476-481.

17. Schmid O, Trautmann U, Ashour H, Ulmer R, Pfeiffer RA, Beinder E. Prenatal diagnosis of heterokaryotypic mosaic twins discordant for fetal sex. Prenat Diagn 2000;20:999-1003.

18. Nieuwint A, Van Zalen-Sprock R, Hummel P, Pals G, Van Vugt J, Van Der Harten H, et al. ‘Identical’ twins with discordant karyotypes. Prenat Diagn 1999;19:72-76.

19. Supadilokluck S, Tongprasert F, Tongsong T, Wanapirak C, Piyamongkol W, Sirichotiyakul S, et al. Amniocentesis in twin pregnancies. Arch Gynecol Obstet 2009;280:207-209.

20. Cox WL, Forestier F, Capella-Pavlovsky M, Daffos F. Fetal blood sampling in twin pregnancies. Prenatal diagnosis and management of 19 cases. Fetal Ther 1987;2:101-108.

21. Antsaklis A, Daskalakis G, Souka AP, Kavalakis Y, Michalas S. Fetal blood sampling in twin pregnancies. Ultrasound Obstet Gynecol 2003;22:377-379.

22. Tongprasert F, Tongsong T, Wanapirak C, Sirichotiyakul S, Piyamongkol W. Cordocentesis in multifetal pregnancies. Prenat Diagn 2007;27:1100-1103.

23. Srisupundit K, Wanapirak C, Piyamongkol W, Sirichotiyakul S, Tongsong T. Comparisons of outcomes after cordocentesis at mid-pregnancy between singleton and twin pregnancies. Prenat Diagn;31:1066-1069.

การเจาะเลือดสายสะดือทารกในครรภ์ : Cordocentesis

การเจาะเลือดสายสะดือทารกในครรภ์ (cordocentesis) หมายถึง การดูดเก็บตัวอย่างเลือดทารกในครรภ์จากสายสะดือโดยใช้เข็มเจาะผ่านทางหน้าท้องมารดา มีชื่ออื่นเรียกว่า funiculocentesis หรือ percutaneous umbilical blood sampling หัตถการการดูดเก็บตัวอย่างเลือดทารกในครรภ์จากตำแหน่งอื่น (fetal blood sampling) ได้แก่ การเจาะเลือดจากเส้นเลือดดำในตับทารก (intrahepatic blood sampling) และ การเจาะเลือดจากหัวใจทารกในครรภ์ (cardiocentesis) จะไม่กล่าวถึงในบทนี้

ข้อบ่งชี้ในการทำหัตถการ

การเจาะเลือดสายสะดือทารกในครรภ์มีประโยชน์ช่วยในการวินิจฉัยโรค ติดตามผลการรักษา และรักษาทารกในครรภ์ได้ดังแสดงในตารางที่ 1 โดยมีข้อได้เปรียบกว่าการทำหัตถการการวินิจฉัยก่อนคลอดวิธีอื่นๆ คือระยะเวลาในการรอผลตรวจไม่นาน เช่น การวินิจฉัยโรคธาลัสซีเมียชนิดรุนแรงสามารถทราบผลการตรวจทันทีจากการตรวจวิเคราะห์ชนิดของฮีโมโกลบินด้วยวิธี High Performance Liquid Chromatography (HPLC) การวินิจฉัยภาวะโครโมโซมผิดปกติของทารกในครรภ์สามารถทราบผลการตรวจภายใน 3 – 7 วัน เนื่องจากเซลล์จากตัวอย่างเลือดทารกที่นำมาตรวจโครโมโซมเป็นเซลล์ lymphocyte ซึ่งแบ่งตัวเร็ว มีประโยชน์ในกรณีสตรีตั้งครรภ์ฝากครรภ์ช้า ไม่สามารถรอผลการตรวจโครโมโซมจากตัวอย่างน้ำคร่ำหรือตัวอย่างรกได้ นอกจากนี้การเจาะเลือดสายสะดือทารกในครรภ์ยังใช้ตรวจยืนยันผลโครโมโซมทารกในกรณีผลการตรวจจาก amniocentesis หรือ chorionic villus sampling (CVS) เป็นชนิด mosaicism และสามารถนำตัวอย่างเลือดจากทารกในครรภ์ไปตรวจทางห้องปฏิบัติการอื่นๆ ได้เช่นเดียวกับตัวอย่างเลือดจากเส้นเลือดดำของผู้ใหญ่หรือทารกหลังคลอด แต่การแปลผลยังถูกจำกัดด้วยการขาดข้อมูลค่าปกติต่างๆ ที่เปลี่ยนแปลงไปในแต่ละอายุครรภ์

จากสถิติการตรวจวินิจฉัยก่อนคลอดในปีพ.ศ. 2555 ของหน่วยเวชศาสตร์มารดาและทารก ภาควิชาสูติศาสตร์และนรีเวชวิทยา คณะแพทยศาสตร์ มหาวิทยาลัยเชียงใหม่ พบการเจาะเลือดสายสะดือทารกในครรภ์จำนวน 432 ราย โดยมีข้อบ่งชี้เพื่อการวินิจฉัยโรคธาลัสซีเมียชนิดรุนแรง (ร้อยละ 71.3), เพื่อการวินิจฉัยภาวะโครโมโซมผิดปกติของทารกในครรภ์ (ร้อยละ 9.9), มีข้อบ่งชี้ทั้งสองข้อร่วมกัน (ร้อยละ 15.5), เพื่อการวินิจฉัยภาวะบวมน้ำของทารกในครรภ์ (ร้อยละ 1.4) และเจาะซ้ำเพื่อยืนยันผลการเจาะน้ำคร่ำ (ร้อยละ 1.8)

อายุครรภ์ที่เหมาะสมในการทำหัตถการ

การเจาะเลือดจากสายสะดือทารกในครรภ์จะทำได้เมื่อสายสะดือทารกมีขนาดใหญ่พอที่จะเห็นได้จากการตรวจอัลตราซาวด์ และแทงเข็มผ่านเข้าไปในหลอดเลือดดำได้โดยไม่เลื่อนหลุด ซึ่งมักจะทำได้โดยปลอดภัยหลังอายุครรภ์ 18 สัปดาห์ขึ้นไป แม้ว่าจะมีรายงานการเจาะเลือดสายสะดือทารกในครรภ์ตั้งแต่อายุครรภ์ 12 – 14 สัปดาห์เพื่อวินิจฉัยโรคธาลัสซีเมียชนิดรุนแรง^{[1, 2]} โดยใช้เข็ม spinal needle ขนาด 24G – 26G แต่อัตราการสูญเสียทารกในครรภ์เท่ากับร้อยละ 8 ซึ่งสูงกว่าการตรวจวินิจฉัยด้วยการวิเคราะห์ดีเอ็นเอทารกจากการเจาะน้ำคร่ำหรือการเจาะชิ้นเนื้อรก

การเตรียมสตรีตั้งครรภ์ก่อนการทำหัตถการ

1. ตรวจสอบข้อบ่งชี้ในการทำหัตถการ: สตรีตั้งครรภ์บางรายอาจมีข้อบ่งชี้มากกว่าหนึ่งอย่าง เช่น สตรีตั้งครรภ์อายุมากเสี่ยงต่อภาวะโครโมโซมผิดปกติของทารกในครรภ์และเป็นคู่เสี่ยงต่อการตั้งครรภ์ทารกเป็นโรคธาลัสซีเมียชนิดรุนแรง หรือกรณีทารกในครรภ์มีภาวะบวมน้ำ (hydrops fetalis) จำเป็นต้องเก็บตัวอย่างเลือดทารกในครรภ์เพื่อส่งตรวจหลายอย่าง
2. ตรวจสอบข้อห้ามในการทำหัตถการ: เช่น การติดเชื้อเอชไอวี (human immunocompromised virus; HIV infection), ภาวะเจ็บครรภ์คลอดก่อนกำหนด, ภาวะเลือดออกผิดปกติทางช่องคลอดที่ยังไม่ทราบสาเหตุ, มีแผลอักเสบติดเชื้อบริเวณผนังหน้าท้อง, ภาวะเกล็ดเลือดต่ำ หรือการแข็งตัวของเลือดผิดปกติ เป็นต้น
3. การให้ข้อมูลแก่สตรีตั้งครรภ์ คู่สมรส และญาติ: อธิบายถึงความจำเป็นในการทำหัตถการ ภาวะแทรกซ้อน ความเสี่ยงต่อการสูญเสียทารกในครรภ์ ขั้นตอนในการทำหัตถการ การปฏิบัติตัวหลังการทำหัตถการ วิธีการและระยะเวลาในการแจ้งผลการตรวจ เปิดโอกาสให้สตรีตั้งครรภ์ซักถาม ให้เวลาตัดสินใจในการเลือกทำหรือไม่ทำหัตถการโดยไม่บังคับ และให้เซ็นต์ใบยินยอมการทำหัตถการ (informed consent form)
4. การให้ anti-D immunoglobulin: สตรีตั้งครรภ์ที่มีผลตรวจหมู่เลือด Rh (D) เป็นลบ (Rh negative) ที่ยังไม่ถูกกระตุ้น และสามีมีผลตรวจหมู่เลือด Rh เป็นบวก (Rh positive) หรือไม่ทราบผลตรวจหมู่เลือดของสามี ควรได้รับ anti-D immunoglobulin เช่น RhoGAM 300 microgram หลังการทำหัตถการเพื่อป้องกันการเกิดภาวะ rhesus isoimmunization^[3]
5. การให้ยาปฏิชีวนะ (Antibiotic): ไม่จำเป็นต้องให้ยาปฏิชีวนะก่อนการทำหัตถการ แม้ว่าผู้เชี่ยวชาญบางท่านจะให้ยาปฏิชีวนะเช่น cefazolin 1 กรัม ก่อนการทำหัตถการ 30 – 60 นาทีเพื่อลดความเสี่ยงต่อภาวะถุงน้ำคร่ำอักเสบติดเชื้อหากทำหัตถการในทารกอายุครรภ์มากพอที่จะเลี้ยงรอด เนื่องจากความเสี่ยงต่อการสูญเสียทารกจะเพิ่มขึ้นหากเกิดการติดเชื้อในโพรงมดลูก^[4]
6. การให้ยาชาและยาระงับปวด (Anesthesia and analgesic drugs): จำเป็นต้องใช้ยาชาเฉพาะที่เช่น 1% lidocaine hydrochloride ฉีดเฉพาะตำแหน่งที่ต้องการเจาะ แต่ไม่จำเป็นต้องให้ยานอนหลับ ยากล่อมประสาท หรือยาระงับปวดก่อนหรือหลังการทำหัตถการในสตรีตั้งครรภ์ทุกราย เนื่องจากสตรีตั้งครรภ์ส่วนใหญ่มักทนอาการปวดได้หากหัตถการใช้เวลาไม่นาน แต่อาจพิจารณาให้ยาระงับปวดหลังการทำหัตถการที่ใช้เวลานาน และมีอาการปวดมดลูกหรือผิวหนังบริเวณที่เจาะ

การเตรียมวัสดุอุปกรณ์ที่ใช้ในการทำหัตถการ cordocentesis

วัสดุอุปกรณ์ที่ใช้ในการเจาะเลือดสายสะดือทารกในครรภ์อาจแตกต่างกันไปในแต่ละสถาบัน เช่น ขนาดของเข็ม spinal needle ที่ใช้เจาะ (บางสถาบันใช้เข็ม spinal needle ขนาด 20G หรือ 21G) หลอดทดลองที่ใช้เก็บตัวอย่างเลือดเพื่อส่งตรวจทางห้องปฏิบัติการ ถุงปราศจากเชื้อที่ใช้หุ้มหัวตรวจอัลตราซาวด์ (บางสถาบันใช้ถุงมือปราศจากเชื้อ) เป็นต้น ในตารางที่ 2 แสดงตัวอย่างการเตรียมวัสดุอุปกรณ์ที่ใช้ในการเจาะเลือดสายสะดือทารกในครรภ์ และในตารางที่ 3 แสดงแนวทางการเก็บตัวอย่างเลือดเพื่อส่งตรวจทางห้องปฏิบัติการของหน่วยเวชศาสตร์มารดาและทารก ภาควิชาสูติศาสตร์และนรีเวชวิทยา คณะแพทยศาสตร์ มหาวิทยาลัยเชียงใหม่

ขั้นตอนการทำหัตถการ

1. ให้สตรีตั้งครรภ์ปัสสาวะทิ้งให้หมดก่อนการทำหัตถการ และนอนหงายราบบนเตียงตรวจ
2. ตรวจอัลตราซาวด์เพื่อประเมินจำนวนทารก วัดขนาดของทารกเพื่อประเมินอายุครรภ์ ตรวจหาความผิดปกติของทารก ตำแหน่งรกและสายสะดือ วัดปริมาณน้ำคร่ำ
3. เลือกตำแหน่งสายสะดือทารกในครรภ์ที่เหมาะสมในการเจาะ โดยขึ้นอยู่กับปัจจัยหลายอย่าง เช่น ประสบการณ์ของผู้ทำหัตถการ ตำแหน่งรก ปริมาณน้ำคร่ำ ตำแหน่งสายสะดือที่สามารถเข้าถึงได้ เป็นต้น แบ่งออกเป็น 3 ตำแหน่ง (รูปที่ 5a-5c) ดังนี้คือ
   1. ตำแหน่งสายสะดือที่เกาะกับรก (placental site insertion) เป็นตำแหน่งที่แนะนำให้เลือกเจาะมากที่สุด เนื่องจากสายสะดือถูกยึดตรึงอยู่กับรก โอกาสเลื่อนหลุดน้อยที่สุด แต่อาจเข้าถึงได้ยาก เช่น ตำแหน่งรกเกาะด้านหลังของมดลูกและอยู่ลึก หรือทารกนอนทับ และมีโอกาสเสี่ยงต่อการปนเปื้อนเลือดมารดา^[5] หากจำเป็นต้องเจาะผ่านรก ควรใช้ color flow Doppler เพื่อหลีกเลี่ยงการเจาะทะลุเส้นเลือดบนรก (รูปที่ 6a)
   2. ตำแหน่งสายสะดือที่ล่องลอยอิสระ (free loop) เป็นตำแหน่งที่เข้าถึงได้ง่ายที่สุด แต่มีโอกาสเลื่อนหลุดมากที่สุด และอาจเลื่อนเปลี่ยนตำแหน่งไปหากทารกดิ้นมาก
   3. ตำแหน่งสายสะดือที่เกาะกับทารก (fetal site insertion) เป็นตำแหน่งที่แนะนำให้เลือกเจาะน้อยที่สุด เนื่องจากมีโอกาสเกิดอันตรายต่อทารกได้มากหากเลื่อนหลุด และเลื่อนเปลี่ยนตำแหน่งได้ง่ายหากทารกดิ้น การเข้าถึงทำได้ยากหากทารกนอนคว่ำหรือมีแขนขาบังอยู่
4. วัดระยะจากตำแหน่งสายสะดือที่เลือกเจาะถึงตำแหน่งที่จะฉีดยาชาบนผิวหนังหน้าท้อง (รูปที่ 6b) หากใช้เข็ม spinal needle ขนาด 22G ความยาว 3.5 นิ้ว หรือ 9 เซนติเมตร (ไม่รวม hub) ระยะที่วัดได้ไม่ควรมากกว่า 8 เซนติเมตร เนื่องจากควรเผื่อระยะไว้ในกรณีต้องการขยับเข็มด้วย
5. เตรียมอุปกรณ์ด้วยเทคนิคปราศจากเชื้อ และแจ้งให้สตรีตั้งครรภ์ทราบว่ากำลังจะเริ่มทำหัตถการ
6. เตรียมผู้ทำหัตถการ และผู้ช่วย 1 คน โดยล้างมือให้สะอาด สวมถุงมือปราศจากเชื้อ ยืนหรือนั่งในท่าที่ถนัดคนละด้านของเตียง โดยผู้ทำหัตถการเลือกอยู่ด้านที่สามารถแทงเข็มได้ถนัด และควรมีผู้ช่วยที่ทำหน้าที่เป็น circulating nurse จัดหาอุปกรณ์ที่ต้องการได้ทันทีอีก 1 คน (ไม่จำเป็นต้องสวมถุงมือปราศจากเชื้อ)
7. ทำความสะอาดหน้าท้องสตรีตั้งครรภ์ด้วยน้ำยาฆ่าเชื้อ เช่น 10% povidone iodine solution (รูปที่ 7a) ปูผ้าช่องบริเวณที่ต้องการเจาะ (รูปที่ 7b) และหล่อลื่นด้วยเจลอัลตราซาวด์ปราศจากเชื้อ (รูปที่ 7c)
8. หุ้มหัวตรวจอัลตราซาวด์ที่ใส่อัลตราซาวด์เจลแล้วด้วยถุงพลาสติกใสปราศจากเชื้อ ผูกหรือรัดปากถุงไว้ไม่ให้เลื่อนหลุด (รูปที่ 7d)
9. ตรวจอัลตราซาวด์ซ้ำเพื่อยืนยันตำแหน่งสายสะดือทารกในครรภ์ (รูปที่ 7e) เนื่องจากตำแหน่งสายสะดือที่เลือกไว้อาจเลื่อนเปลี่ยนตำแหน่งไประหว่างการเตรียมอุปกรณ์ หากตรวจพบว่าทารกดิ้นมาก ควรรอจนกว่าทารกจะนิ่งพอที่จะทำหัตถการได้อย่างปลอดภัย
10. ฉีดยาชา 1% lidocaine hydrochloride บนผิวหนังหน้าท้อง (รูปที่ 7f) โดยใช้มือขวาเพียงข้างเดียว (ทดสอบว่าเข้าเส้นเลือดหรือไม่ด้วยมือข้างเดียว) ขณะที่มือซ้ายถือหัวตรวจอัลตราซาวด์เพื่อดูทิศทางของเข็ม หากไม่ถนัดให้ผู้ช่วยถือหัวตรวจอัลตราซาวด์ให้ และใช้ทั้งสองมือฉีดยาชา การฉีดยาชาให้ฉีดตามแนวที่ต้องการเจาะผ่านชั้นผิวหนัง ไขมันใต้ชั้นผิวหนัง จนถึงชั้น rectus sheath และ rectus muscle ไม่ควรฉีดยาชาจนลึกถึงกล้ามเนื้อมดลูก เนื่องจากจะทำให้มดลูกถูกกระตุ้นจนหดรัดตัวได้
11. ผู้ช่วยใช้เข็มเจาะนำร่อง (รูปที่ 8a) โดยใช้เข็มฉีดยาขนาด 20G ความยาว 1.5 นิ้ว เจาะผ่านผนังหน้าท้องตามแนวเดิมที่ฉีดยาชา ลึกจนถึงชั้น rectus sheath และ rectus muscle เพื่อขยายชั้นต่างๆ ของผนังหน้าท้องให้เข็ม spinal needle ผ่านได้ง่ายขึ้น ช่วยให้เข็ม spinal needle ยังคงความคมเมื่อเจาะถึงสายสะดือทารก ขั้นตอนนี้ยังมีประโยชน์ในการดูแนวเข็มนำร่องจากภาพอัลตราซาวด์เพื่อทดสอบทิศทางก่อนการเจาะจริงด้วยเข็ม spinal needle อีกด้วย
12. ผู้ทำหัตถการใช้เข็ม spinal needle เจาะผ่านผนังหน้าท้องทันทีหลังจากผู้ช่วยถอนเข็มเจาะนำร่องออก โดยจุดที่แทงเข็มควรห่างจากหัวตรวจอัลตราซาวด์ประมาณ 1 เซนติเมตร ผ่านผนังหน้าท้อง มดลูก ถุงน้ำคร่ำ มุ่งตรงไปยังตำแหน่งสายสะดือที่เลือกไว้ (รูปที่ 8b-8d)
    1. การจับเข็มที่ถูกต้อง ควรจับเข็มโดยใช้นิ้วหัวแม่มือและนิ้วกลางจับด้านข้างของ hub นิ้วชี้วางด้านบนของ stylet ซึ่งล็อคให้เข้าที่ โดยหันด้าน bevel เข้าหาหัวตรวจอัลตราซาวด์
    2. การทำมุมของเข็มกับหน้าท้อง ควรปรับภาพอัลตราซาวด์ให้เห็นตำแหน่งสายสะดือที่ต้องการเจาะ วัดมุมระหว่างแนวราบกับแนวจากผิวหนังที่คาดว่าจะลงเข็มจนถึงสายสะดือที่เลือกไว้ และแทงเข็มโดยทำมุมกับแนวราบตามแนวที่คาดไว้ (รูปที่ 9)
    3. ภาพสายสะดือที่เห็นในจออัลตราซาวด์ อาจปรับภาพให้เห็นสายสะดือตามแนวยาว (longitudinal view) (รูปที่ 6c) หรือแนวขวาง (cross-sectional view) (รูปที่ 6d) ก็ได้ แต่การเจาะสายสะดือจากภาพตามแนวขวางจะแม่นยำกว่า เนื่องจากสามารถแทงเข็มเข้ากลางสายสะดือได้ง่ายกว่า ไม่เลื่อนหลุดออกด้านข้าง แต่การเจาะจากภาพตามแนวยาวมีข้อดีกว่าตรงที่สามารถเปลี่ยนตำแหน่งที่เจาะตามแนวยาวของสายสะดือได้โดยไม่ต้องเลื่อนหัวตรวจอัลตราซาวด์เพื่อปรับหาภาพใหม่
    4. เทคนิคการแทงเข็ม
       • Needle guide technique คือการใช้อุปกรณ์ที่ล็อคติดกับหัวตรวจอัลตราซาวด์สำหรับแทงเข็มผ่าน โดยภาพอัลตราซาวด์จะแสดงทิศทางของเข็มที่ผ่านตาม guide ข้อดีของการใช้วิธีนี้คือ ทิศทางในการแทงเข็มมีความแม่นยำสูง^[6] แต่ข้อเสียคือไม่สามารถเปลี่ยนตำแหน่งที่ต้องการเจาะได้ใน needle guide แบบดั้งเดิม จึงไม่เหมาะในการเจาะเลือดสายสะดือทารกในครรภ์ เนื่องจากหากสายสะดือเลื่อนเปลี่ยนตำแหน่งไป จะไม่สามารถปรับทิศทางหรือเลื่อนเข็มตามไปได้ แต่ในปัจจุบัน needle guide บางรุ่นสามารถถอดออกเพื่อปรับเป็น freehand technique ได้^[7]
       • Freehand technique คือการแทงเข็มโดยไม่ใช้อุปกรณ์ช่วย ทั้งสองมือสามารถเคลื่อนไหวได้อิสระในการเลื่อนเปลี่ยนตำแหน่งที่ต้องการเจาะ เป็นเทคนิคที่ยากกว่าการใช้ needle guide จำเป็นต้องอาศัยการฝึกฝนเพื่อให้มือทั้งสองข้างสัมพันธ์กัน จนสามารถปรับทิศทางของเข็ม (ด้วยมือขวา) เข้าหาสายสะดือที่เห็นจากภาพอัลตราซาวด์ (ด้วยมือซ้าย)
    5. การแทงเข็มเข้าสู่สายสะดือ ควรแทงโดยใช้แรงพอเหมาะ (ต้องฝึกฝน) และระมัดระวังปลายเข็มไม่ให้เลื่อนไปถูกรก หรือตัวทารกที่อยู่ข้างเคียง การแทงเข็มเข้าสู่เส้นเลือดในสายสะดือ ควรเลือกแทงผ่านเส้นเลือดดำ (umbilical vein) เนื่องจากขนาดของเส้นเลือดใหญ่กว่า โอกาสได้เลือดง่ายกว่า ส่วนการแทงผ่านเส้นเลือดแดง (umbilical artery) จะพบภาวะหัวใจทารกเต้นช้าและเลือดออกจากตำแหน่งที่เจาะหลังทำหัตถการได้บ่อยกว่า^[8]
13. ถอด stylet ออก ดูว่ามีเลือดตามขึ้นมาอยู่ใน hub หรือไม่ ถ้ามีให้ใช้ syringe ดูดเลือดเก็บส่งตรวจ (แต่ต้องแน่ใจว่าปลายเข็มอยู่ในเส้นเลือดสายสะดือ ไม่อยู่ในรก และไม่ปนน้ำคร่ำ) หากไม่มีเลือดตามขึ้นมาอยู่ใน hub ปลายเข็มอาจอยู่ใน Wharton jelly ให้ใช้ syringe ดูดเบาๆ พร้อมกับค่อยๆ หมุนเข็มทีละน้อย (หมุนแบบเกลียว) เพื่อเลื่อนเข็มขึ้นจนกว่าจะดูดได้เลือดอย่างต่อเนื่อง หากเข็มเลื่อนหลุดจากสายสะดือให้ใส่ stylet กลับคืน และเจาะซ้ำ (หากไม่มีภาวะแทรกซ้อน) หากจำเป็นต้องลงเข็มบนผิวหนังหน้าท้องในตำแหน่งใหม่ ไม่ควรลงเข็มมากกว่า 2 ครั้งในการเจาะเลือดสายสะดือแต่ละครั้ง หากยังเจาะไม่ได้ควรหยุดการทำหัตถการ และนัดใหม่อีก 1 สัปดาห์
14. การดูดเก็บเลือดเพื่อส่งตรวจ แนะนำให้ผู้ช่วยถือหัวตรวจอัลตราซาวด์ให้เห็นภาพเข็มอยู่ในสายสะดือตลอดเวลา และผู้ทำหัตถการใช้มือซ้ายจับ hub ของเข็มให้มั่นคง ใช้มือขวาต่อ syringe เข้ากับ hub และเป็นผู้ดูดเก็บเลือดเอง (รูปที่ 8e) หรือผู้ทำหัตถการใช้มือซ้ายถือหัวตรวจอัลตราซาวด์ มือขวาจับ hub ให้มั่นคง และให้ผู้ช่วยต่อ syringe เข้ากับ hub และดูดเลือด หากไม่ได้เลือดผู้ทำหัตถการจะค่อยๆ หมุนเลื่อนเข็มขึ้นด้วยมือขวา และให้ผู้ช่วยค่อยๆ ดูดเลือดจนกว่าจะได้เลือด การดูดเก็บเลือดควรใช้ความเร็วและความแรงพอเหมาะ หากดูดเลือดช้าเกินไปอาจทำให้เลือดแข็งตัวภายในเข็มและดูดเลือดไม่ได้
15. ผู้ช่วยติดป้ายชื่อ นามสกุล เลขโรงพยาบาลของสตรีตั้งครรภ์ บน syringe และตรวจเช็คซ้ำก่อนนำส่งห้องปฏิบัติการ (รูปที่ 8f)
16. ใส่ stylet กลับคืนให้เข้าที่ และดึงเข็มออกจากหน้าท้อง เช็ดทำความสะอาดหน้าท้อง และปิดรอยเข็มด้วยพลาสเตอร์
17. สังเกตภาวะแทรกซ้อน (immediate complications) และบันทึกไว้หลังทำหัตถการ เช่น ทารกหัวใจเต้นช้า (fetal bradycardia), เลือดออกจากตำแหน่งที่สายสะดือถูกเจาะ (bleeding from puncture site), ก้อนเลือดคั่งในสายสะดือ (cord hematoma)
18. แจ้งให้สตรีตั้งครรภ์ทราบว่าทำหัตถการเสร็จสิ้น แนะนำให้นอนพักเพื่อสังเกตภาวะแทรกซ้อนประมาณ 30 นาที หากปกติดีอนุญาตให้กลับบ้าน แนะนำให้งดการทำงานหนักและงดเพศสัมพันธ์อย่างน้อย 24 – 48 ชั่วโมง นัดมาฟังผลการตรวจโดยหากมีอาการผิดปกติให้มาพบแพทย์ก่อนนัด

ภาวะแทรกซ้อนจากการทำหัตถการ

1. เลือดออกจากตำแหน่งที่สายสะดือถูกเจาะ (bleeding from puncture site): เป็นภาวะแทรกซ้อนที่พบได้บ่อยที่สุด มีรายงานว่าพบได้ร้อยละ 20 – 50^[9] แต่ส่วนใหญ่มักหยุดได้เองโดยใช้เวลาไม่นาน

รายงานการศึกษาจากหน่วยเวชศาสตร์มารดาและทารก ภาควิชาสูติศาสตร์และนรีเวชวิทยา คณะแพทยศาสตร์ มหาวิทยาลัยเชียงใหม่ ในสตรีตั้งครรภ์ที่ได้รับการเจาะเลือดสายสะดือทารกในครรภ์จำนวน 2174 ราย เปรียบเทียบผลลัพธ์การตั้งครรภ์ระหว่างกลุ่มที่ไม่มีเลือดออกจากตำแหน่งที่สายสะดือถูกเจาะ (พบร้อยละ74.2) กลุ่มที่เลือดออกนานน้อยกว่า 60 วินาที (พบร้อยละ 23.4) และกลุ่มที่เลือดออกนานมากกว่า 60 วินาที (พบร้อยละ 2.4) พบว่าในกลุ่มที่เลือดออกนานมากกว่า 60 วินาทีมีอัตราการสูญเสียทารกในครรภ์เพิ่มขึ้น อัตราการคลอดก่อนกำหนดเพิ่มขึ้น และอัตราการคลอดทารกน้ำหนักน้อยเพิ่มขึ้นอย่างมีนัยสำคัญทางสถิติ^[10] ดังแสดงในตารางที่ 4 สาเหตุที่ทำให้เลือดไหลไม่หยุดหรือหยุดยากจากตำแหน่งที่สายสะดือถูกเจาะอาจเกิดจากทารกมีความผิดปกติของเกร็ดเลือด^[11] หรือความผิดปกติของการแข็งตัวของเลือด เช่น von Willebrand disease และ hemophilia^[12]

1. ก้อนเลือดคั่งในสายสะดือ (cord hematoma): รายงานการศึกษาในทารกหลังคลอดที่เคยได้รับการเจาะเลือดสายสะดือในครรภ์มาก่อนพบภาวะนี้ร้อยละ 17^[13] ส่วนใหญ่มักไม่มีอาการ แต่อาจสัมพันธ์กับภาวะทารกหัวใจเต้นช้าได้^[14] หากพบภาวะนี้หลังจากเจาะเลือดสายสะดือทารกในรายที่อายุครรภ์มากพอที่จะเลี้ยงรอดได้ ควรเฝ้าระวังสุขภาพทารกในครรภ์ด้วย fetal monitoring และให้คลอดหากมีภาวะ nonreassuring fetal status
2. หัวใจทารกเต้นช้า (fetal bradycardia): พบได้ร้อยละ 3 – 12^{[6, 8, 15, 16]} ส่วนใหญ่เกิดขึ้นชั่วคราวและมักกลับมาเป็นปกติภายใน 5 นาที^[17] พบว่าสัมพันธ์กับการเจาะเลือดสายสะดือจากเส้นเลือดแดง ทำให้เกิดภาวะ vasospasm กระตุ้นให้เกิด vagovagal response^[8] ทารกที่มีภาวะโตช้าในครรภ์จะพบภาวะนี้สูงกว่าทารกปกติ (ร้อยละ 17) โดยเฉพาะอย่างยิ่งทารกที่มี absent end diastolic flow ในเส้นเลือดแดงของสายสะดือ^[8] เนื่องจากมีการหลั่ง endothelin ซึ่งเป็น potent vasoconstrictor agent ทำให้เกิดการหดรัดตัวของเส้นเลือดใกล้ตำแหน่งที่เจาะ^[18]

รายงานการศึกษาจากหน่วยเวชศาสตร์มารดาและทารก ภาควิชาสูติศาสตร์และนรีเวชวิทยา คณะแพทยศาสตร์ มหาวิทยาลัยเชียงใหม่ ในสตรีตั้งครรภ์ที่ได้รับการเจาะเลือดสายสะดือทารกในครรภ์จำนวน 2829 ราย เปรียบเทียบผลลัพธ์การตั้งครรภ์ระหว่างกลุ่มที่มีภาวะหัวใจทารกเต้นช้าหลังการทำหัตถการ (พบร้อยละ5.4) กับกลุ่มที่ไม่มีภาวะหัวใจทารกเต้นช้าหลังการทำหัตถการ (พบร้อยละ 94.6) พบว่าในกลุ่มที่มีภาวะหัวใจทารกเต้นช้าสัมพันธ์กับการเจาะผ่านรก การทำหัตถการที่ยากและใช้เวลานาน และการมีเลือดออกจากตำแหน่งสายสะดือที่ถูกเจาะ^[19] ผลลัพธ์การตั้งครรภ์ที่สัมพันธ์กับภาวะหัวใจทารกเต้นช้าแสดงในตารางที่ 5

1. เลือดทารกเข้าสู่กระแสเลือดมารดา (fetomaternal hemorrhage): พบได้ร้อยละ 40^[20] วินิจฉัยได้จากการเพิ่มขึ้นของ alpha-fetoprotein (AFP) ในกระแสเลือดมารดาหลังการเจาะเลือดสายสะดือทารกในครรภ์^[21] หรือการตรวจเลือดมารดาด้วย Kleihauer-Betke test^[22] ภาวะนี้พบว่าสัมพันธ์กับการเจาะผ่านรกที่เกาะด้านหน้า การทำหัตถการที่ใช้เวลานาน และการทำหัตถการที่แทงเข็มมากกว่าหรือเท่ากับ 2 ครั้งขึ้นไป^{[20, 21, 23]} ภาวะนี้ส่งผลทำให้มารดาที่มีหมู่เลือด Rh negative สร้าง antibody มากขึ้น เกิดภาวะ Rh isoimmunization ตามมา และหากเลือดทารกเข้าสู่กระแสเลือดมารดาปริมาณมากอาจทำให้ทารกซีดจนเสียชีวิตได้

รายงานการศึกษาจากหน่วยเวชศาสตร์มารดาและทารก ภาควิชาสูติศาสตร์และนรีเวชวิทยา คณะแพทยศาสตร์ มหาวิทยาลัยเชียงใหม่ ในสตรีตั้งครรภ์ที่ได้รับการเจาะเลือดสายสะดือทารกในครรภ์จำนวน 116 ราย พบเลือดทารกเข้าสู่กระแสเลือดมารดาเฉลี่ย 0.74 ซีซี จากการตรวจ Kleihauer-Betke test เปรียบเทียบก่อนและหลังการทำหัตถการ โดยการทำหัตถการส่วนใหญ่พบปริมาณเลือดทารกเข้าสู่กระแสเลือดมารดาน้อยกว่า 1 ซีซี (ร้อยละ 75.9) ส่วนปริมาณเลือดทารกเข้าสู่กระแสเลือดมารดา 1 – 10 ซีซี และมากกว่า 10 ซีซีพบน้อย (ร้อยละ 23.3 และร้อยละ 0.9)^[24]

1. การติดเชื้อ (infection): พบได้น้อยกว่าร้อยละ 1 แต่ทำให้เกิดการสูญเสียทารกในครรภ์ได้สูงถึงร้อยละ 40^{[4, 8]} โดยส่วนใหญ่เป็นการติดเชื้อของรกและถุงน้ำคร่ำ (chorioamnionitis)

รายงานการศึกษาจากหน่วยเวชศาสตร์มารดาและทารก ภาควิชาสูติศาสตร์และนรีเวชวิทยา คณะแพทยศาสตร์ มหาวิทยาลัยเชียงใหม่ ในสตรีตั้งครรภ์ที่ได้รับการเจาะเลือดสายสะดือทารกในครรภ์จำนวน 1020 ราย พบว่าอัตราการเกิดภาวะ chorioamnionitis ในกลุ่มที่ได้รับการเจาะเลือดสายสะดือทารกในครรภ์ (พบร้อยละ 0.9) ไม่แตกต่างจากกลุ่มควบคุม (พบร้อยละ 0.5)^[25]

1. ภาวะคลอดก่อนกำหนด (preterm birth): การเจาะเลือดสายสะดือทารกในครรภ์จะกระตุ้นทำให้เกิดการหดรัดตัวของมดลูกได้น้อยกว่าร้อยละ 10 แต่เป็นการหดรัดตัวที่ไม่สม่ำเสมอ และเป็นชั่วคราว^[15] อัตราการคลอดก่อนกำหนดในประชากรกลุ่มเสี่ยงต่ำที่ได้รับการเจาะเลือดสายสะดือทารกไม่แตกต่างจากประชากรทั่วไป แต่จะเพิ่มขึ้นในกลุ่มที่มีภาวะแทรกซ้อนหลังการทำหัตถการ เช่น เลือดออกจากตำแหน่งสายสะดือที่ถูกเจาะ และภาวะหัวใจทารกเต้นช้า^{[10, 19]}

รายงานการศึกษาจากหน่วยเวชศาสตร์มารดาและทารก ภาควิชาสูติศาสตร์และนรีเวชวิทยา คณะแพทยศาสตร์ มหาวิทยาลัยเชียงใหม่ ในสตรีตั้งครรภ์ที่ได้รับการเจาะเลือดสายสะดือทารกในครรภ์จำนวน 1020 ราย พบว่าอัตราการคลอดก่อนกำหนดและอัตราการเกิดภาวะน้ำเดินก่อนกำหนดในกลุ่มที่ได้รับการเจาะเลือดสายสะดือทารกในครรภ์ (พบร้อยละ 13.8 และร้อยละ 3.7) ไม่แตกต่างจากกลุ่มควบคุม (พบร้อยละ 12.0 และร้อยละ 3.7)^[25]

การสูญเสียทารกจากการทำหัตถการ

อัตราการสูญเสียทารกจากการทำหัตถการแตกต่างกันไปในแต่ละสถาบัน รายงานการศึกษาวิจัยระหว่างปีค.ศ. 1990 – 2000 พบอัตราการสูญเสียทารกตลอดการตั้งครรภ์ตั้งแต่ร้อยละ 2 – 9 ซึ่งการศึกษาส่วนใหญ่รวมการสูญเสียทารกโดยพื้นฐาน (background fetal loss) และการสูญเสียทารกจากความผิดปกติของตัวทารกเองทำให้อัตราการสูญเสียทารกดังกล่าวไม่ได้สะท้อนถึงการสูญเสียทารกจากการทำหัตถการ (procedure related fetal loss) อย่างแท้จริง^{[4, 6, 26, 27]} รายงานการศึกษาการเจาะเลือดสายสะดือทารกในครรภ์ที่ทารกไม่มีความผิดปกติพบว่าอัตราการสูญเสียทารกตลอดการตั้งครรภ์เท่ากับร้อยละ 2.8 (รวม background fetal loss) โดยร้อยละ 1.4 เกิดก่อนอายุครรภ์ 28 สัปดาห์ และเพิ่มขึ้นอีกร้อยละ 1.4 หลังอายุครรภ์ 28 สัปดาห์^[28] การสูญเสียทารกหลังการเจาะเลือดสายสะดือทารกในครรภ์พบมากกว่าการสูญเสียทารกหลังการเจาะน้ำคร่ำประมาณร้อยละ 1.0^[29]

รายงานการศึกษาจากหน่วยเวชศาสตร์มารดาและทารก ภาควิชาสูติศาสตร์และนรีเวชวิทยา คณะแพทยศาสตร์ มหาวิทยาลัยเชียงใหม่ ในสตรีตั้งครรภ์ที่ได้รับการเจาะเลือดสายสะดือทารกในครรภ์จำนวน 1020 ราย พบว่าอัตราการสูญเสียทารกในครรภ์มากกว่ากลุ่มควบคุมอย่างมีนัยสำคัญทางสถิติแสดงดังตารางที่ 6 โดยคิดเป็นอัตราการสูญเสียทารกในครรภ์จากการทำหัตถการ (procedure related fetal loss rate) เท่ากับร้อยละ 1.4^[25]

ปัจจัยสำคัญที่มีผลทำให้อัตราการสูญเสียทารกเพิ่มมากขึ้น ได้แก่

• ความผิดปกติของทารกในครรภ์: โดยมีรายงานการศึกษาพบอัตราการสูญเสียทารกภายใน 2 สัปดาห์หลังการเจาะเลือดสายสะดือในทารกที่มีภาวะ nonimmune hydrops (ร้อยละ 25) ในทารกที่มีภาวะ intrauterine growth restriction (ร้อยละ 9 – 14) ในทารกที่มี structural anomalies (ร้อยละ 7 – 13)^{[30, 31]}
• การเจาะผ่านรก (placenta penetration): มีอัตราการสูญเสียทารกร้อยละ 3.6 ซึ่งมากกว่าอัตราการสูญเสียทารกในกลุ่มที่การเจาะไม่ผ่านรก (ร้อยละ 1.3) อย่างมีนัยสำคัญทางสถิติ และเพิ่มอัตราการคลอดทารกน้ำหนักน้อยกว่า 2500 กรัม (ร้อยละ 14.5) โดยการเจาะผ่านรกจะทำให้มีเลือดออกจากรก (placental bleeding) ได้ร้อยละ 38.2^[32]
• ประสบการณ์ของผู้ทำหัตถการ: ภาวะแทรกซ้อนหลังทำหัตถการมักพบบ่อยขึ้นหากการเจาะใช้เวลานาน เจาะยาก หรือต้องเจาะซ้ำจากการเจาะครั้งแรกไม่สำเร็จ^[16] การสูญเสียทารกในรายงานการศึกษาที่มีจำนวนหัตถการน้อยมักมีอัตราที่สูงมากกว่าในรายงานการศึกษาที่มีการทำหัตถการจำนวนมาก^[4] สะท้อนให้เห็นถึงประสบการณ์ของผู้ทำหัตถการมีผลต่อภาวะแทรกซ้อนที่ตามมา การฝึกปฏิบัติเพื่อเพิ่มทักษะและความชำนาญในการทำหัตถการจึงมีความจำเป็นอย่างยิ่ง (รายละเอียดเพิ่มเติมในบทที่ 7 การฝึกปฏิบัติการทำหัตถการการวินิจฉัยก่อนคลอด)

อัตราความสำเร็จของการเจาะเลือดสายสะดือทารกในครรภ์

การเจาะเลือดสายสะดือทารกในครรภ์ในสถาบันที่มีประสบการณ์ประสบความสำเร็จในครั้งแรกร้อยละ 97.0 มีเพียงประมาณร้อยละ 3.0 ที่จำเป็นต้องนัดเจาะซ้ำอีก 1 – 2 สัปดาห์ต่อมา โดยร้อยละ 1.0 เกิดจากการเจาะไม่ได้เลือด และร้อยละ 2.0 เกิดจากการเจาะได้เลือดที่ปนเปื้อนเลือดมารดา (maternal blood contamination)^[16] หัตถการส่วนใหญ่ใช้เวลาน้อยกว่า 10 นาที และเจาะได้สำเร็จจากการแทงเข็มเพียงครั้งเดียว (ใช้เวลาเฉลี่ยตั้งแต่แทงเข็มผ่านผนังหน้าท้องจนได้เลือด 4.4 นาที)^[33] มีเพียงร้อยละ 8 ที่จำเป็นต้องแทงเข็มครั้งที่ 2^[16]

การเจาะเลือดสายสะดือทารกในครรภ์ที่ตำแหน่งสายสะดือที่เกาะกับรก (placental site insertion) พบภาวะ maternal blood contamination ได้ร้อยละ 2.3 – 6.1 มากกว่าการเจาะสายสะดือที่ล่องลอยอิสระ (free loop) ที่พบภาวะนี้ได้ร้อยละ 0.6 – 1.8^{[5, 16]} การทดสอบว่าเลือดที่เจาะได้ปนเปื้อนเลือดมารดาหรือไม่ทำได้ดังนี้

การทดสอบเพื่อยืนยันว่าเป็นเลือดทารก

1. Mean Corpuscular Volume (MCV): เนื่องจากเม็ดเลือดแดงของทารกในครรภ์มีขนาดใหญ่กว่าเม็ดเลือดแดงของผู้ใหญ่ การยืนยันว่าเลือดที่ได้จากสายสะดือเป็นเลือดของทารกหรือเลือดของมารดาจึงทำได้โดยการวัดค่า MCV แต่การแปลผลอาจผิดพลาดในกรณีที่ มารดามีภาวะ macrocytic anemia หรือ ทารกได้รับการเติมเลือดในครรภ์จากเลือดบริจาคจากผู้ใหญ่ นอกจากนี้ MCV อาจพบสูงขึ้นได้ในทารกที่มีภาวะโครโมโซมผิดปกติกลุ่ม trisomy และ triploidy^[34]
2. Human chorionic gonadotropin (hCG): เนื่องจากระดับ hCG ในเลือดทารกมีค่าต่ำมากแตกต่างจากในน้ำคร่ำและในเลือดมารดา โดยพบในอัตราส่วนเท่ากับ 1 : 100 : 400 (เลือดทารก : น้ำคร่ำ : เลือดมารดา) การวัดระดับ hCG ในเลือดทารกสามารถตรวจพบภาวะปนเปื้อนจากเลือดมารดาได้ตั้งแต่ร้อยละ 0.2 และตรวจพบภาวะปนเปื้อนจากน้ำคร่ำได้ตั้งแต่ร้อยละ 1^[35]
3. Hemoglobin alkaline denaturation test (Apt test): โดยการเติมตัวอย่างเลือดที่ต้องการทดสอบปริมาณ 0.1 ซีซี ลงในหลอดทดลองที่มีสารละลายที่เป็นด่าง (ใช้ส่วนผสมของน้ำ 5 ซีซี และ 10% potassium hydroxide (KOH) 0.3 ซีซี) และเขย่าหลอดทดลองนาน 2 นาที หากสารละลายเปลี่ยนจากสีชมพูแดงเป็นสีเขียวอมน้ำตาล แสดงว่ามีเลือดมารดาปนเปื้อน โดยมีรายงานการศึกษาพบว่าเป็นวิธีที่ง่าย ราคาไม่แพง และมีความแม่นยำสูง^[36]
4. Kleihauer-Betke test (acid elution test): เนื่องจากเม็ดเลือดแดงทารกมี hemoglobin F ซึ่งทนต่อการถูกชะล้างด้วยสารละลายที่เป็นกรด แตกต่างจาก hemoglobin ชนิดอื่นๆ ที่มีในเม็ดเลือดแดงผู้ใหญ่ เมื่อนำสไลด์ตัวอย่างเลือด (blood smear) มาย้อมด้วยสีที่เป็นกรด จะพบเซลล์ที่ไม่ติดสีหรือเรียกว่า ghost cells คือเม็ดเลือดแดงมารดาที่ไม่มี hemoglobin F จึงถูกกรดชะล้างไป การตรวจด้วยวิธีนี้สามารถตรวจพบภาวะปนเปื้อนจากเลือดมารดาได้ตั้งแต่ร้อยละ 0.5^[35]

References

1. Lam YH, Tang MH. Prenatal diagnosis of haemoglobin Bart’s disease by cordocentesis at 12-14 weeks–experience with the first 59 cases. Prenat Diagn 2000;20:900-904.

2. Trapani FD, Marino M, D’Alcamo E, Abate I, D’Agostino S, Lauricella S, et al. Prenatal diagnosis of haemoglobin disorders by cordocentesis at 12 weeks’ gestation. Prenat Diagn 1991;11:899-904.

3. ACOG practice bulletin. Prevention of Rh D alloimmunization. Number 4, May 1999 (replaces educational bulletin Number 147, October 1990). Clinical management guidelines for obstetrician-gynecologists. American College of Obstetrics and Gynecology. Int J Gynaecol Obstet 1999;66:63-70.

4. Boulot P, Deschamps F, Lefort G, Sarda P, Mares P, Hedon B, et al. Pure fetal blood samples obtained by cordocentesis: technical aspects of 322 cases. Prenat Diagn 1990;10:93-100.

5. Tangshewinsirikul C, Wanapirak C, Piyamongkol W, Sirichotiyakul S, Tongsong T. Effect of cord puncture site in cordocentesis at mid-pregnancy on pregnancy outcomes. Prenat Diagn;31:861-864.

6. Weiner CP, Okamura K. Diagnostic fetal blood sampling-technique related losses. Fetal Diagn Ther 1996;11:169-175.

7. Sonek J, Nicolaides K, Sadowsky G, Foley M, O’Shaughnessy R. Articulated needle guide: report on the first 30 cases. Obstet Gynecol 1989;74:821-823.

8. Weiner CP, Wenstrom KD, Sipes SL, Williamson RA. Risk factors for cordocentesis and fetal intravascular transfusion. Am J Obstet Gynecol 1991;165:1020-1025.

9. Liao C, Wei J, Li Q, Li L, Li J, Li D. Efficacy and safety of cordocentesis for prenatal diagnosis. Int J Gynaecol Obstet 2006;93:13-17.

10. Tongsong T, Khumpho R, Wanapirak C, Piyamongkol W, Sirichotiyakul S. Effect of umbilical cord bleeding following mid-pregnancy cordocentesis on pregnancy outcomes. Gynecol Obstet Invest;74:298-303.

11. Paidas MJ, Berkowitz RL, Lynch L, Lockwood CJ, Lapinski R, McFarland JG, et al. Alloimmune thrombocytopenia: fetal and neonatal losses related to cordocentesis. Am J Obstet Gynecol 1995;172:475-479.

12. Ash KM, Mibashan RS, Nicolaides KH. Diagnosis and treatment of feto-maternal hemorrhage in a fetus with homozygous von Willebrand’s disease. Fetal Ther 1988;3:189-191.

13. Jauniaux E, Donner C, Simon P, Vanesse M, Hustin J, Rodesch F. Pathologic aspects of the umbilical cord after percutaneous umbilical blood sampling. Obstet Gynecol 1989;73:215-218.

14. Chenard E, Bastide A, Fraser WD. Umbilical cord hematoma following diagnostic funipuncture. Obstet Gynecol 1990;76:994-996.

15. Ludomirsky A, Weiner S, Ashmead GG, Librizzi RJ, Bolognese RJ. Percutaneous fetal umbilical blood sampling: procedure safety and normal fetal hematologic indices. Am J Perinatol 1988;5:264-266.

16. Tongsong T, Wanapirak C, Kunavikatikul C, Sirirchotiyakul S, Piyamongkol W, Chanprapaph P. Cordocentesis at 16-24 weeks of gestation: experience of 1,320 cases. Prenat Diagn 2000;20:224-228.

17. Han JY, Nava-Ocampo AA. Fetal heart rate response to cordocentesis and pregnancy outcome: a prospective cohort. J Matern Fetal Neonatal Med 2005;17:207-211.

18. Rizzo G, Capponi A, Rinaldo D, Arduini D, Romanini C. Release of vasoactive agents during cordocentesis: differences between normally grown and growth-restricted fetuses. Am J Obstet Gynecol 1996;175:563-570.

19. Wanapirak C, Piyamongkol W, Sirichotiyakul S, Srisupundit K, Tongsong T. Predisposing factors and effects of fetal bradycardia following cordocentesis at mid-pregnancy. J Matern Fetal Neonatal Med;25:2261-2264.

20. Chitrit Y, Caubel P, Lusina D, Boulanger M, Balledent F, Schwinte AL, et al. Detection and measurement of fetomaternal hemorrhage following diagnostic cordocentesis. Fetal Diagn Ther 1998;13:253-256.

21. Weiner C, Grant S, Hudson J, Williamson R, Wenstrom K. Effect of diagnostic and therapeutic cordocentesis on maternal serum alpha-fetoprotein concentration. Am J Obstet Gynecol 1989;161:706-708.

22. Van Selm M, Kanhai HH, Van Loon AJ. Detection of fetomaternal haemorrhage associated with cordocentesis using serum alpha-fetoprotein and the Kleihauer technique. Prenat Diagn 1995;15:313-316.

23. Nicolini U, Kochenour NK, Greco P, Letsky EA, Johnson RD, Contreras M, et al. Consequences of fetomaternal haemorrhage after intrauterine transfusion. BMJ 1988;297:1379-1381.

24. Rujiwetpongstorn J, Tongsong T, Wanapirak C, Piyamongkol W, Sirichotiyakul S, Chanprapaph P, et al. Feto-maternal Hemorrhage after Cordocentesis at Maharaj Nakorn Chiang Mai Hospital. J Med Assoc Thai 2005;88:145-149.

25. Tongsong T, Wanapirak C, Kunavikatikul C, Sirirchotiyakul S, Piyamongkol W, Chanprapaph P. Fetal loss rate associated with cordocentesis at midgestation. Am J Obstet Gynecol 2001;184:719-723.

26. Donner C, Simon P, Karioun A, Avni F, Rodesch F. Experience of a single team of operators in 891 diagnostic funipunctures. Obstet Gynecol 1994;84:827-831.

27. Donner C, Rypens F, Paquet V, Cohen E, Delneste D, van Regemorter N, et al. Cordocentesis for rapid karyotype: 421 consecutive cases. Fetal Diagn Ther 1995;10:192-199.

28. Ghidini A, Sepulveda W, Lockwood CJ, Romero R. Complications of fetal blood sampling. Am J Obstet Gynecol 1993;168:1339-1344.

29. Tongsong T, Wanapirak C, Sirivatanapa P, Piyamongkol W, Sirichotiyakul S, Yampochai A. Amniocentesis-related fetal loss: a cohort study. Obstet Gynecol 1998;92:64-67.

30. Maxwell DJ, Johnson P, Hurley P, Neales K, Allan L, Knott P. Fetal blood sampling and pregnancy loss in relation to indication. Br J Obstet Gynaecol 1991;98:892-897.

31. Antsaklis A, Daskalakis G, Papantoniou N, Michalas S. Fetal blood sampling–indication-related losses. Prenat Diagn 1998;18:934-940.

32. Boupaijit K, Wanapirak C, Piyamongkol W, Sirichotiyakul S, Tongsong T. Effect of placenta penetration during cordocentesis at mid-pregnancy on fetal outcomes. Prenat Diagn;32:83-87.

33. Tongprasert F, Srisupundit K, Luewan S, Phadungkiatwattana P, Pranpanus S, Tongsong T. Midpregnancy cordocentesis training of maternal-fetal medicine fellows. Ultrasound Obstet Gynecol;36:65-68.

34. Sipes SL, Weiner CP, Wenstrom KD, Williamson RA, Grant SS. The association between fetal karyotype and mean corpuscular volume. Am J Obstet Gynecol 1991;165:1371-1376.

35. Forestier F, Cox WL, Daffos F, Rainaut M. The assessment of fetal blood samples. Am J Obstet Gynecol 1988;158:1184-1188.

36. Sepulveda W, Be C, Youlton R, Gutierrez J, Carstens E. Accuracy of the haemoglobin alkaline denaturation test for detecting maternal blood contamination of fetal blood samples for prenatal karyotyping. Prenat Diagn 1999;19:927-929.

การเจาะน้ำคร่ำ : Amniocentesis

การเจาะน้ำคร่ำ หมายถึง การดูดเก็บน้ำคร่ำจากโพรงมดลูกโดยใช้เข็มเจาะผ่านทางหน้าท้องมารดา น้ำคร่ำที่ได้มีส่วนประกอบของเซลล์ทารกจึงสามารถนำมาตรวจวินิจฉัยโรคของทารกในครรภ์ได้โดยการเพาะเลี้ยงเซลล์ (cell culture) หรือการสกัด fetal DNA โดยจะได้ fetal DNA เฉลี่ยประมาณ 1.5 – 5 ไมโครกรัมต่อปริมาณน้ำคร่ำ 10 ซีซี^[1]

ส่วนประกอบของน้ำคร่ำ

ในไตรมาสแรกของการตั้งครรภ์ น้ำคร่ำประกอบด้วยสารน้ำชนิด transudate ที่ซึมผ่านจากผิวหนังทารกที่ยังไม่มี keratin และสารน้ำชนิด transudate ที่ซึมผ่านจาก uterine decidua หรือ placenta surface ในระยะครึ่งหลังของการตั้งครรภ์หลังจากทารกสามารถขับปัสสาวะได้แล้ว ส่วนประกอบหลักของน้ำคร่ำ คือ ปัสสาวะของทารก (fetal urine) และ สารคัดหลั่งที่ขับจากปอดทารก (fetal lung fluid) นอกจากนี้ยังมีส่วนประกอบอื่นๆ ได้แก่สารน้ำชนิด transudate ที่ซึมผ่านจากผิวหนังทารกที่ยังไม่มี keratin, สารน้ำชนิด transudate จากรก เยื่อหุ้มทารก และสายสะดือ^[2] โดยผิวหนังทารกจะเริ่มสร้าง keratin ได้ตั้งแต่ไตรมาสที่สาม ทำให้ไม่มีสารน้ำซึมผ่านในระยะหลังของการตั้งครรภ์ เซลล์ที่ได้จากน้ำคร่ำจึงเป็นเซลล์ที่มาจากตัวทารกเป็นส่วนใหญ่ แตกต่างจากเซลล์ที่ได้จากชิ้นเนื้อรกที่อาจพบ cell line ที่แตกต่างจากตัวทารกได้บ่อยกว่าจากกระบวนการ embryogenesis ระหว่างการแบ่งตัวของทารก รกและถุงน้ำคร่ำ

ปริมาณน้ำคร่ำ

ปริมาณน้ำคร่ำจะเพิ่มขึ้นเมื่ออายุครรภ์มากขึ้น โดยจะเพิ่มขึ้นในอัตรา 10 ซีซีต่อสัปดาห์ในไตรมาสแรก 50 – 60 ซีซีต่อสัปดาห์เมื่ออายุครรภ์ 19 – 25 สัปดาห์ จากนั้นอัตราการเพิ่มขึ้นของน้ำคร่ำจะไม่เปลี่ยนแปลงจนกระทั่งถึงอายุครรภ์ 34 สัปดาห์ (สร้างในอัตราคงที่) จึงจะค่อยๆ ลดลงจนถึงอัตรา 60 – 70 ซีซีต่อสัปดาห์เมื่ออายุครรภ์ 40 สัปดาห์ ดังนั้นปริมาณน้ำคร่ำจะค่อยๆ เพิ่มขึ้นจาก 10 ซีซีเมื่ออายุครรภ์ 8 สัปดาห์ เป็น 630 ซีซีเมื่ออายุครรภ์ 22 สัปดาห์ (ประมาณ 150 – 200 ซีซีเมื่ออายุครรภ์ 16 สัปดาห์) และ 770 ซีซีเมื่ออายุครรภ์ 28 สัปดาห์ หลังจากนั้นการเพิ่มขึ้นของปริมาณน้ำคร่ำจะค่อยๆ ช้าลงจนปริมาณน้ำคร่ำคงที่เมื่ออายุครรภ์ 30 – 36 สัปดาห์ หลังจากอายุครรภ์ 36 – 38 สัปดาห์ ปริมาณน้ำคร่ำจะค่อยๆ ลดลง และลดลงอย่างรวดเร็วเมื่ออายุครรภ์เลยกำหนด โดยมีปริมาณน้ำคร่ำเฉลี่ย 515 ซีซีเมื่ออายุครรภ์ 41 สัปดาห์^[2]

ข้อบ่งชี้ในการทำหัตถการ

การเจาะน้ำคร่ำส่วนใหญ่ทำเพื่อการวินิจฉัยโรค และติดตามผลการรักษาดังแสดงในตารางที่ 1 การเจาะน้ำคร่ำยังสามารถทำเพื่อดูดน้ำคร่ำที่มีปริมาณมากเกินทิ้งเพื่อรักษาทารกในครรภ์ เช่น การตั้งครรภ์แฝดที่มีภาวะ twin-to-twin transfusion syndrome หัตถการนี้มีชื่อเรียกเฉพาะว่า amnioreduction ซึ่งจะไม่กล่าวถึงในบทนี้

จากสถิติการตรวจวินิจฉัยก่อนคลอดในปีพ.ศ. 2555 ของหน่วยเวชศาสตร์มารดาและทารก ภาควิชาสูติศาสตร์และนรีเวชวิทยา คณะแพทยศาสตร์ มหาวิทยาลัยเชียงใหม่ พบการเจาะน้ำคร่ำจำนวน 1288 รายโดยทุกรายมีข้อบ่งชี้ในการเจาะน้ำคร่ำเพื่อวินิจฉัยภาวะโครโมโซมผิดปกติของทารกในครรภ์ แบ่งเป็น มารดามีอายุมากกว่า 35 ปี (ร้อยละ 78.6), ผลการตรวจคัดกรองทารกกลุ่มอาการดาวน์อยู่ในกลุ่มเสี่ยงสูง (ร้อยละ 17.9), ผลการตรวจอัลตราซาวด์พบความผิดปกติของทารกในครรภ์ (ร้อยละ 1.5), เคยมีประวัติทารกผิดปกติในครรภ์ก่อน (ร้อยละ 1.2), มีประวัติโครโมโซมผิดปกติในครอบครัว (ร้อยละ 0.2), มารดามีความกังวลและต้องการเจาะน้ำคร่ำ (ร้อยละ 0.4) และภาวะ polyhydramnios (ร้อยละ 0.1)

อายุครรภ์ที่เหมาะสมในการทำหัตถการ

การเจาะน้ำคร่ำเพื่อการวินิจฉัยก่อนคลอดมักทำตั้งแต่อายุครรภ์ 16 สัปดาห์ (15 – 18 สัปดาห์) เป็นต้นไป แม้ว่าจะมีรายงานการเจาะน้ำคร่ำในไตรมาสแรก (early amniocentesis) ก่อนอายุครรภ์ 15 สัปดาห์ แต่พบว่าเพิ่มความเสี่ยงต่อการเจาะไม่สำเร็จ (failed procedures) ร้อยละ 2 – 3^{[3, 4]} เนื่องจากปริมาณน้ำคร่ำน้อยส่งผลให้การเพาะเลี้ยงเซลล์ไม่สำเร็จ (culture failure) และชั้น amnion และ chorion ยังไม่เชื่อมติดกันโดยสมบูรณ์ทำให้ขณะแทงเข็มผ่านชั้น amnion เกิดการดึงรั้งแยกออกจาก chorion (membrane tenting) ทำให้เจาะไม่ได้น้ำคร่ำ

จากการศึกษาเปรียบเทียบกับ Mid-trimester amniocentesis พบว่า early amniocentesis มีอัตราการสูญเสียทารก (fetal loss rate) เพิ่มขึ้นร้อยละ 1.7 (ร้อยละ 7.6 เทียบกับร้อยละ 5.9), อัตราการเกิดภาวะถุงน้ำคร่ำรั่ว (ruptured membranes) เพิ่มขึ้นร้อยละ 1.8 (ร้อยละ 3.5 เทียบกับร้อยละ 1.7), อัตราการเกิดภาวะ fetal talipes equinovarus (club foot) เพิ่มขึ้นร้อยละ1.2 (ร้อยละ 1.3 เทียบกับร้อยละ 0.1) ซึ่งเพิ่มเป็น 10 เท่าของประชากรทั่วไป (อัตราการเกิดภาวะนี้ในประชากรทั่วไปเท่ากับ 1 ใน 1000) โดยพบว่าสัมพันธ์กับการรั่วของถุงน้ำคร่ำหลังการทำหัตถการ^[3]

เมื่อเปรียบเทียบกับ chorionic villus sampling พบว่า early amniocentesis มีอัตราการสูญเสียทารกเพิ่มขึ้นร้อยละ 3.0 (ร้อยละ 5.3 เทียบกับร้อยละ 2.3) และเพิ่มอัตราการเกิดภาวะ fetal talipes equinovarus ร้อยละ 1.07 (ร้อยละ 1.63 เทียบกับร้อยละ 0.56)^[5] ดังนั้นการเจาะน้ำคร่ำก่อนอายุครรภ์ 15 สัปดาห์จึงถือว่าไม่ปลอดภัย ควรให้ทางเลือกแก่สตรีตั้งครรภ์ในการเจาะชิ้นเนื้อรกหรือเลื่อนการเจาะน้ำคร่ำออกไปจนกว่าจะอายุครรภ์มากกว่า 15 – 16 สัปดาห์

การเตรียมสตรีตั้งครรภ์ก่อนการทำหัตถการ

1. ตรวจสอบข้อบ่งชี้ในการทำหัตถการ: สตรีตั้งครรภ์บางรายอาจมีข้อบ่งชี้มากกว่าหนึ่งอย่าง เช่น สตรีตั้งครรภ์อายุมากเสี่ยงต่อภาวะโครโมโซมผิดปกติของทารกในครรภ์และเป็นคู่เสี่ยงต่อการตั้งครรภ์ทารกเป็นโรคธาลัสซีเมียชนิดรุนแรง
2. ตรวจสอบข้อห้ามในการทำหัตถการ: เช่น การติดเชื้อเอชไอวี (human immunocompromised virus; HIV infection), ภาวะเจ็บครรภ์คลอดก่อนกำหนด (preterm labor), ภาวะเลือดออกผิดปกติทางช่องคลอดที่ยังไม่ทราบสาเหตุ, มีแผลอักเสบติดเชื้อบริเวณผนังหน้าท้อง, ภาวะเกล็ดเลือดต่ำ หรือการแข็งตัวของเลือดผิดปกติ เป็นต้น
3. การให้ข้อมูลแก่สตรีตั้งครรภ์ คู่สมรส และญาติ: อธิบายถึงความจำเป็นในการทำหัตถการ ภาวะแทรกซ้อน ความเสี่ยงต่อการสูญเสียทารกในครรภ์ ขั้นตอนในการทำหัตถการ การปฏิบัติตัวหลังการทำหัตถการ วิธีการและระยะเวลาในการแจ้งผลการตรวจ เปิดโอกาสให้สตรีตั้งครรภ์ซักถาม ให้เวลาตัดสินใจในการเลือกทำหรือไม่ทำหัตถการโดยไม่บังคับ และให้เซ็นต์ใบยินยอมการทำหัตถการ (informed consent form)
4. การให้ anti-D immunoglobulin: สตรีตั้งครรภ์ที่มีผลตรวจหมู่เลือด Rh (D) เป็นลบ (Rh negative) ที่ยังไม่ถูกกระตุ้น และสามีมีผลตรวจหมู่เลือด Rh เป็นบวก (Rh positive) หรือไม่ทราบผลตรวจหมู่เลือดของสามี ควรได้รับ anti-D immunoglobulin เช่น RhoGAM 300 microgram หลังการทำหัตถการเพื่อป้องกันการเกิดภาวะ rhesus isoimmunization^[6]
5. การให้ยาปฏิชีวนะ (Antibiotic): ไม่จำเป็นต้องให้ยาปฏิชีวนะก่อนการทำหัตถการ แม้ว่าจะมีรายงานการให้ยาปฏิชีวนะเช่น amoxicillin/clavulanic acid หรือ azithromycin ก่อนการทำหัตถการ โดยพบว่าอัตราการสูญเสียทารกในกลุ่มที่ได้รับยาปฏิชีวนะต่ำกว่ากลุ่มที่ไม่ได้รับยาแต่ไม่มีความแตกต่างกันอย่างมีนัยสำคัญทางสถิติและยังไม่มีหลักฐานเพียงพอที่จะเปลี่ยนแนวทางปฏิบัติ^{[7, 8]}
6. การให้ยาชาและยาระงับปวด (Anesthesia and analgesic drugs): ไม่จำเป็นต้องใช้ยาชาเฉพาะที่เช่น 1% lidocaine hydrochloride ฉีดเฉพาะตำแหน่งที่ต้องการเจาะเนื่องจากสตรีตั้งครรภ์ส่วนใหญ่มักทนอาการเจ็บจากการทำหัตถการที่ไม่ซับซ้อนได้ดี แต่อาจพิจารณาให้ในบางรายที่มีความกังวลสูง และอาจพิจารณาให้ยาระงับปวดหลังการทำหัตถการที่ใช้เวลานาน และมีอาการปวดมดลูกหรือผิวหนังบริเวณที่เจาะ

การเตรียมวัสดุอุปกรณ์ที่ใช้ในการเจาะน้ำคร่ำ

วัสดุอุปกรณ์ที่ใช้ในการเจาะน้ำคร่ำอาจแตกต่างกันไปในแต่ละสถาบัน เช่น ขนาดของเข็ม spinal needle ที่ใช้เจาะ (บางสถาบันใช้เข็ม spinal needle ขนาด 20G หรือ 21G) หลอดทดลองที่ใช้เก็บตัวอย่างน้ำคร่ำเพื่อส่งตรวจทางห้องปฏิบัติการ (บางสถาบันใช้ centrifuged tube ขนาด 15 ซีซี) ถุงปราศจากเชื้อที่ใช้หุ้มหัวตรวจอัลตราซาวด์ (บางสถาบันใช้ถุงมือปราศจากเชื้อ) เป็นต้น ในตารางที่ 2 แสดงตัวอย่างการเตรียมวัสดุอุปกรณ์ที่ใช้ในการเจาะน้ำคร่ำของหน่วยเวชศาสตร์มารดาและทารก ภาควิชาสูติศาสตร์และนรีเวชวิทยา คณะแพทยศาสตร์ มหาวิทยาลัยเชียงใหม่

ขั้นตอนการทำหัตถการ

1. ให้สตรีตั้งครรภ์ปัสสาวะทิ้งให้หมดก่อนการทำหัตถการ และนอนหงายราบบนเตียงตรวจ
2. ตรวจอัลตราซาวด์เพื่อประเมินจำนวนทารก วัดขนาดของทารกเพื่อประเมินอายุครรภ์ ตรวจหาความผิดปกติของทารก ตำแหน่งรกและสายสะดือ ปริมาณน้ำคร่ำ
3. เลือกตำแหน่งแอ่งน้ำคร่ำ และแนวการลงเข็มที่เหมาะสมในการเจาะ โดยขึ้นอยู่กับปัจจัยหลายอย่าง ดังนี้
   • เลือกแอ่งน้ำคร่ำที่มีขนาดใหญ่
   • เลือกแอ่งน้ำคร่ำที่ไม่มีตัวทารกโดยเฉพาะอย่างยิ่งใบหน้า
   • เลือกแอ่งน้ำคร่ำที่ไม่มีสายสะดือ
   • หลีกเลี่ยงการลงเข็มผ่านรก หากหลีกเลี่ยงไม่ได้ควรเลือกลงเข็มผ่านรกส่วนที่บางที่สุด โดยลงเข็มห่างจากขอบรกและตำแหน่งที่สายสะดือเกาะ และอาจใช้ color Doppler ช่วยดูตำแหน่งเส้นเลือดขนาดใหญ่บนรก
   • หลีกเลี่ยงการลงเข็มด้านบนสุดของมดลูก (เข็มอาจแทงผ่านลำไส้มารดา) ด้านล่างสุดของมดลูก (เข็มอาจแทงผ่านกระเพาะปัสสาวะมารดา) และด้านข้างทั้งสองข้างของมดลูก (เข็มอาจแทงผ่านเส้นเลือดที่เลี้ยงมดลูก)
4. วัดระยะจากตำแหน่งแอ่งน้ำคร่ำที่เลือกเจาะถึงตำแหน่งที่จะลงเข็มบนผิวหนังหน้าท้อง หากใช้เข็ม spinal needle ขนาด 22G ความยาว 3.5 นิ้ว หรือ 9 เซนติเมตร (ไม่รวม hub) ระยะที่วัดได้ไม่ควรมากกว่า 8 เซนติเมตร เนื่องจากควรเผื่อระยะไว้ในกรณีที่มดลูกหดรัดตัวทำให้ระยะจากแอ่งน้ำคร่ำที่เลือกไว้เลื่อนออกไป
5. เตรียมอุปกรณ์ด้วยเทคนิคปราศจากเชื้อ และแจ้งให้สตรีตั้งครรภ์ทราบว่ากำลังจะเริ่มทำหัตถการ
6. เตรียมผู้ทำหัตถการ และผู้ช่วย 1 คน โดยล้างมือให้สะอาด สวมถุงมือปราศจากเชื้อ ยืนหรือนั่งในท่าที่ถนัดคนละด้านของเตียง โดยผู้ทำหัตถการเลือกอยู่ด้านที่สามารถแทงเข็มได้ถนัด และควรมีผู้ช่วยที่ทำหน้าที่เป็น circulating nurse จัดหาอุปกรณ์ที่ต้องการได้ทันทีอีก 1 คน (ไม่จำเป็นต้องสวมถุงมือปราศจากเชื้อ)
7. ทำความสะอาดหน้าท้องสตรีตั้งครรภ์ด้วยน้ำยาฆ่าเชื้อ เช่น 10% povidone iodine solution (รูปที่ 5a) ปูผ้าช่องบริเวณที่ต้องการเจาะ (รูปที่ 5b) และหล่อลื่นด้วยอัลตราซาวด์เจลปราศจากเชื้อ (รูปที่ 5c)
8. หุ้มหัวตรวจอัลตราซาวด์ที่ใส่อัลตราซาวด์เจลแล้วด้วยถุงพลาสติกใสปราศจากเชื้อ ผูกหรือรัดปากถุงไว้ไม่ให้เลื่อนหลุด (รูปที่ 5d)
9. ตรวจอัลตราซาวด์ซ้ำเพื่อยืนยันตำแหน่งของแอ่งน้ำคร่ำ (รูปที่ 5e) เนื่องจากทารกอาจดิ้นมาอยู่ในตำแหน่งของแอ่งน้ำคร่ำที่เลือกไว้ หากตรวจพบว่าทารกดิ้นมาก ควรรอจนกว่าทารกจะนิ่งพอที่จะทำหัตถการได้อย่างปลอดภัย
10. ผู้ทำหัตถการใช้เข็ม spinal needle เจาะผ่านผนังหน้าท้อง โดยจุดที่แทงเข็มควรห่างจากหัวตรวจอัลตราซาวด์ประมาณ 1 เซนติเมตร ผ่านผนังหน้าท้อง มดลูก ถุงน้ำคร่ำ มุ่งตรงไปยังตำแหน่งของแอ่งน้ำคร่ำที่เลือกไว้ (รูปที่ 6a)
    1. การจับเข็มที่ถูกต้อง (รูปที่ 5f) ควรจับเข็มโดยใช้นิ้วหัวแม่มือและนิ้วกลางจับด้านข้างของ hub นิ้วชี้วางด้านบนของ stylet ซึ่งล็อคให้เข้าที่ โดยหันด้าน bevel เข้าหาด้านข้างของหัวตรวจอัลตราซาวด์
    2. การทำมุมของเข็มกับหน้าท้อง ควรปรับภาพอัลตราซาวด์ให้เห็นตำแหน่งของแอ่งน้ำคร่ำที่ต้องการเจาะ วัดมุมระหว่างแนวราบกับแนวจากผิวหนังที่คาดว่าจะลงเข็มจนถึงแอ่งน้ำคร่ำที่เลือกไว้ และแทงเข็มโดยทำมุมกับแนวราบตามแนวที่คาดไว้ (อ่านเพิ่มเติมในบทที่ 7 การฝึกปฏิบัติการทำหัตถการการวินิจฉัยก่อนคลอด)
    3. เทคนิคการแทงเข็ม
       • • • Needle guide technique คือการใช้อุปกรณ์ที่ล็อคติดกับหัวตรวจอัลตราซาวด์สำหรับแทงเข็มผ่าน โดยภาพอัลตราซาวด์จะแสดงทิศทางของเข็มที่ผ่านตาม guide ข้อดีของการใช้วิธีนี้คือ ทิศทางในการแทงเข็มมีความแม่นยำสูง ช่วยให้เจาะได้สำเร็จในหัตถการที่ยาก เช่น น้ำคร่ำน้อย หรือสตรีตั้งครรภ์อ้วนมากๆ และมีประโยชน์ในผู้ทำหัตถการที่ยังไม่มีประสบการณ์ แต่ข้อเสียคือไม่สามารถเปลี่ยนตำแหน่งที่ต้องการเจาะได้ใน needle guide แบบดั้งเดิม แต่ในปัจจุบัน needle guide บางรุ่นสามารถถอดออกเพื่อปรับเป็น freehand technique ได้^[9]
           • Freehand technique คือการแทงเข็มโดยไม่ใช้อุปกรณ์ช่วย ทั้งสองมือสามารถเคลื่อนไหวได้อิสระในการเลื่อนเปลี่ยนตำแหน่งที่ต้องการเจาะ เช่นในกรณีทารกขยับตัวมาบดบังแนวการลงเข็ม หรือมดลูกหดรัดตัวทำให้แนวของเข็มเปลี่ยนไป เป็นเทคนิคที่ยากกว่าการใช้ needle guide จำเป็นต้องอาศัยการฝึกฝนเพื่อให้มือทั้งสองข้างสัมพันธ์กัน จนสามารถปรับทิศทางของเข็ม (ด้วยมือขวา) เข้าหาตำแหน่งแอ่งน้ำคร่ำที่เห็นจากภาพอัลตราซาวด์ (ด้วยมือซ้าย)
    4. การแทงเข็มขณะกำลังผ่านชั้น amnion เข้าสู่โพรงน้ำคร่ำ ควรแทงโดยใช้แรงและความเร็วพอเหมาะ (ต้องฝึกฝน) หากแทงช้าอาจทำให้ amnion ถูกดึงรั้งแยกออกจาก chorion ได้ (amniotic membrane tenting) และเมื่อเข็มเข้าสู่โพรงน้ำคร่ำแล้วต้องระมัดระวังไม่ให้ปลายเข็มเลื่อนไปถูกรก หรือตัวทารกที่อยู่ข้างเคียง และควรปรับภาพอัลตราซาวด์ให้เห็นแนวเข็มตลอดเวลา(รูปที่ 6b)
11. ถอด stylet ออก ดูว่ามีน้ำคร่ำตามขึ้นมาอยู่ใน hub หรือไม่ ถ้ามีให้ใช้ syringe ขนาด 3 ซีซี ดูดน้ำคร่ำปริมาณ 1 – 2 ซีซี แรกทิ้งเพื่อป้องกันการปนเปื้อนเซลล์มารดา (รูปที่ 6c) หากไม่มีน้ำคร่ำตามขึ้นมาอยู่ใน hub (dry tap) ปลายเข็มอาจอยู่ใน amniochorionic space หรือปลายเข็มอาจอยู่ชิดกับสายสะดือหรือตัวทารก ให้ขยับเข็มตามภาพที่เห็นจากจออัลตราซาวด์ (ใส่ stylet และล็อคให้เข้าที่ก่อน) และทดลองดูดน้ำคร่ำอีกครั้งจนกว่าจะได้น้ำคร่ำ หากจำเป็นต้องลงเข็มบนผิวหนังหน้าท้องในตำแหน่งใหม่ ไม่ควรลงเข็มมากกว่า 2 ครั้งในการเจาะน้ำคร่ำแต่ละครั้ง หากยังเจาะไม่ได้ควรหยุดการทำหัตถการ และนัดใหม่อีก 1 สัปดาห์
12. การดูดเก็บน้ำคร่ำเพื่อส่งตรวจ แนะนำให้ผู้ช่วยถือหัวตรวจอัลตราซาวด์ให้เห็นภาพเข็มอยู่ในแอ่งน้ำคร่ำตลอดเวลา (continuous ultrasound guidance) และผู้ทำหัตถการใช้มือซ้ายจับ hub ของเข็มให้มั่นคง ใช้มือขวาต่อ syringe เข้ากับ hub และเป็นผู้ดูดเก็บน้ำคร่ำเอง (รูปที่ 6d) หรือผู้ทำหัตถการใช้มือซ้ายถือหัวตรวจอัลตราซาวด์ มือขวาจับ hub ให้มั่นคง และให้ผู้ช่วยต่อ syringe เข้ากับ hub และดูดน้ำคร่ำ การเห็นภาพเข็มอยู่ในแอ่งน้ำคร่ำตลอดเวลาที่ทำหัตถการช่วยป้องกันไม่ให้ทารกถูกเข็มตำโดยไม่ตั้งใจ และช่วยให้สังเกตเห็นมดลูกหดรัดตัวซึ่งอาจทำให้เข็มถูกดึงกลับเข้าไปในกล้ามเนื้อมดลูก ลดการเจาะได้ dry tab และ bloody tab ลงได้ร้อยละ 38^[10]
13. ปริมาณน้ำคร่ำที่เก็บเพื่อส่งตรวจประมาณ 1 ซีซีต่ออายุครรภ์เป็นสัปดาห์ สำหรับการเจาะน้ำคร่ำเพื่อตรวจโครโมโซมที่คณะแพทยศาสตร์ มหาวิทยาลัยเชียงใหม่ ใช้ syringe ขนาด 10 ซีซี ดูดเก็บน้ำคร่ำปริมาณ 8 ซีซี จำนวน 2 หลอด
14. ใส่ stylet กลับคืนให้เข้าที่ และดึงเข็มออกจากหน้าท้อง (รูปที่ 6e) เช็ดทำความสะอาดหน้าท้อง และปิดรอยเข็มด้วยพลาสเตอร์
15. ผู้ช่วยติดป้ายชื่อ นามสกุล เลขโรงพยาบาลของสตรีตั้งครรภ์บน syringe ทั้ง 2 หลอด และตรวจเช็คซ้ำก่อนนำส่งห้องปฏิบัติการ (รูปที่ 6f)
16. สังเกตภาวะแทรกซ้อน (immediate complications) และบันทึกไว้หลังทำหัตถการ เช่น เลือดออกจากรก (bleeding from placenta), ปวดเกร็งมดลูก (uterine cramping)
17. แจ้งให้สตรีตั้งครรภ์ทราบว่าทำหัตถการเสร็จสิ้น แนะนำให้นอนพักเพื่อสังเกตภาวะแทรกซ้อนประมาณ 30 นาที หากปกติดีอนุญาตให้กลับบ้าน แนะนำให้งดการทำงานหนักและงดเพศสัมพันธ์อย่างน้อย 24 – 48 ชั่วโมง นัดมาฟังผลการตรวจโดยหากมีอาการผิดปกติให้มาพบแพทย์ก่อนนัด

ภาวะแทรกซ้อนจากการทำหัตถการ

1. อาการปวดเกร็งมดลูก (uterine cramping): พบได้บ่อยหลังการเจาะน้ำคร่ำ มักมีอาการอยู่นานประมาณ 1 – 2 ชั่วโมง ส่วนอาการปวดถ่วงบริเวณท้องน้อย (lower abdominal discomfort) พบได้ใน 48 ชั่วโมงแรกแต่อาการจะไม่รุนแรง การดูแลรักษาอาจให้ยาแก้ปวดในบางราย
2. น้ำคร่ำรั่ว (amniotic fluid leakage): ภาวะน้ำคร่ำรั่วมักเป็นชั่วคราว โดยน้ำคร่ำที่รั่วมีปริมาณเล็กน้อย สามารถหยุดเองได้ภายใน 1 สัปดาห์ และมีการสร้างน้ำคร่ำสะสมจนปริมาณกลับมาเป็นปกติเฉลี่ยภายใน 3 สัปดาห์ อัตราการเกิดภาวะน้ำคร่ำรั่วหลังการเจาะน้ำคร่ำพบร้อยละ 1.7 มากกว่าประชากรทั่วไปที่ไม่ได้ทำหัตถการที่พบเพียงร้อยละ 0.4^{[11, 12]} หากน้ำคร่ำรั่วเป็นชั่วคราวมักไม่ส่งผลกระทบต่อการตั้งครรภ์^[13]
3. น้ำเดิน (premature rupture of membrane; PROM): ภาวะน้ำเดิน หรือ น้ำคร่ำรั่วเรื้อรัง พบน้อยกว่าภาวะน้ำคร่ำรั่วชั่วคราว แม้ว่าจะส่งผลกระทบต่อการตั้งครรภ์ แต่ผลลัพธ์การตั้งครรภ์ในกรณีน้ำเดินหลังการทำหัตถการจะดีกว่ากรณีน้ำเดินเอง (spontaneous PROM) หากเปรียบเทียบการเกิดเหตุการณ์ที่อายุครรภ์เท่ากัน โดยพบว่าจะคลอดที่อายุครรภ์เฉลี่ย 34.2 สัปดาห์, อัตราการรอดชีวิตของทารกร้อยละ 91^[11] การดูแลรักษาอาจพิจารณารักษาแบบประคับประคองด้วยการเฝ้าติดตามปริมาณน้ำคร่ำ การเจริญเติบโตของทารก และการติดเชื้อ อย่างไรก็ตามพบว่าเพิ่มโอกาสเสี่ยงต่อภาวะ pulmonary hypoplasia, skeletal deformity และ preterm birth ได้มากขึ้น โดยเฉพาะอย่างยิ่งกรณีน้ำเดินจนเกิดภาวะ anhydramnios
4. การบาดเจ็บโดยตรงต่อทารกในครรภ์ (direct fetal injury): รายงานการศึกษาจากการเจาะน้ำคร่ำในระยะเริ่มแรกพบอัตราการบาดเจ็บโดยตรงต่อทารกในครรภ์ร้อยละ 0.1 – 3.0 เช่น fetal exsanguination, intestinal atresia, skin dimples, ocular injury, porencephaly เป็นต้น ในปัจจุบันพบอุบัติการณ์น้อยมากหรือไม่พบเลยหากเจาะน้ำคร่ำโดยการใช้อัลตราซาวด์ช่วยดูทิศทางเข็มตลอดเวลาที่ทำหัตถการ^[14]
5. การบาดเจ็บโดยอ้อมต่อทารกในครรภ์ (indirect fetal injury): พบอัตราการเกิดภาวะ orthopedic malformations เช่น talipes equinovarus เพิ่มขึ้น 1.32 เท่า อัตราการเกิดภาวะ abnormal lung growth หรือ respiratory distress เพิ่มขึ้น 1.12 เท่า ในการเจาะน้ำคร่ำก่อนอายุครรภ์ 14 – 15 สัปดาห์^[15] คาดว่าเกิดจากภาวะ fetal compression ซึ่งเป็นผลที่ตามมาจากน้ำคร่ำที่ลดปริมาณลง สามารถป้องกันได้โดยหลีกเลี่ยงการดูดน้ำคร่ำในปริมาณมากกว่าที่กำหนดในแต่ละอายุครรภ์ และหลีกเลี่ยงการเจาะน้ำคร่ำก่อนอายุครรภ์ 15 สัปดาห์ (early amniocentesis)
6. การติดเชื้อ (infection): พบร้อยละ 0.1 ส่วนใหญ่เป็นการติดเชื้อของถุงน้ำคร่ำ (amnionitis) ซึ่งอาจปนเปื้อนเชื้อจากผิวหนัง หรือเชื้อจากลำไส้ (inoculation by bowel flora) ผ่านการเจาะทะลุลำไส้มารดาโดยไม่ได้ตั้งใจ (inadvertent puncture of the maternal bowel) ซึ่งนำไปสู่การสูญเสียทารกในครรภ์ได้ (creasy, 250)
7. เลือดทารกเข้าสู่กระแสเลือดมารดา (fetomaternal hemorrhage): พบได้ร้อยละ 1^[16] วินิจฉัยได้จากการตรวจเลือดมารดาด้วย Kleihauer-Betke test ภาวะนี้ส่งผลทำให้มารดาที่มีหมู่เลือด Rh negative สร้าง antibody มากขึ้นและเกิดภาวะ rhesus isoimmunization ตามมาได้ ควรป้องกันด้วยการให้ Rh immunoglobulin (RhIG) 300 microgram หลังทำหัตถการทันที^[17]

การสูญเสียทารกจากการทำหัตถการ

รายงานการศึกษาส่วนใหญ่พบอัตราการสูญเสียทารกก่อนอายุครรภ์ 28 สัปดาห์อยู่ระหว่างร้อยละ 0.8 – 2.2 และจากการรวบรวม 14 รายงานการศึกษาที่มีจำนวนการเจาะน้ำคร่ำโดยการใช้ ultrasound guidance ตั้งแต่ 1000 รายขึ้นไปในแต่ละการศึกษามาวิเคราะห์พบว่า อัตราการสูญเสียทารกก่อนอายุครรภ์ 28 สัปดาห์จากการเจาะน้ำคร่ำในช่วง mid-trimester ทั้งหมด 34114 รายเท่ากับร้อยละ 1.4 โดยเพิ่มขึ้นร้อยละ 0.33 จากอัตราการสูญเสียทารกร้อยละ 1.08 ในสตรีตั้งครรภ์ทั่วไปที่ไม่ได้รับการเจาะน้ำคร่ำ^[14] โดยการสูญเสียทารกส่วนใหญ่เกิดภายใน 2 – 4 สัปดาห์หลังการเจาะน้ำคร่ำ

รายงานการศึกษาจากหน่วยเวชศาสตร์มารดาและทารก ภาควิชาสูติศาสตร์และนรีเวชวิทยา คณะแพทยศาสตร์ มหาวิทยาลัยเชียงใหม่ เปรียบเทียบอัตราการสูญเสียทารกในครรภ์ระหว่างกลุ่มที่ได้รับการเจาะน้ำคร่ำกับกลุ่มควบคุมจำนวน 2045 คู่ (matched control) พบว่ากลุ่มที่ได้รับการเจาะน้ำคร่ำเพื่อวินิจฉัยก่อนคลอดระหว่างอายุครรภ์ 15 – 24 สัปดาห์ มีอัตราการสูญเสียทารกก่อนอายุครรภ์ 28 สัปดาห์ร้อยละ 1.8 (เทียบกับร้อยละ 1.4 ในกลุ่มควบคุม) และอัตราการสูญเสียทารกตลอดการตั้งครรภ์ร้อยละ 3.2 (เทียบกับร้อยละ 2.8 ในกลุ่มควบคุม) อย่างไรก็ตามอัตราการสูญเสียทารกที่เพิ่มขึ้นไม่มีนัยสำคัญทางสถิติ^[18]

ปัจจัยที่มีผลต่ออัตราการสูญเสียทารกที่เพิ่มขึ้น ได้แก่

• ปัจจัยจากความผิดปกติของทารกในครรภ์ เช่น อายุมารดาที่เพิ่มขึ้น, ผลการตรวจคัดกรองด้วย serum marker ผิดปกติ, ระดับ maternal serum alpha-fetoprotein (MSAFP) ที่เพิ่มขึ้น โดยพบอัตราการสูญเสียทารกเพิ่มขึ้น 8.3 เท่าหากการเจาะน้ำคร่ำด้วยข้อบ่งชี้จากระดับ MSAFP มากกว่า 2.0 multiples of median (MoM)^[13]
• ประวัติการแท้งในครรภ์ก่อน (history of abortion): ประวัติการแท้งในไตรมาสแรกมากกว่าหรือเท่ากับ 3 ครั้งขึ้นไป หรือประวัติการแท้งในไตรมาสสองมากกว่าหนึ่งครั้งขึ้นไปเพิ่มอัตราการสูญเสียทารกก่อนอายุครรภ์ 28 สัปดาห์ร้อยละ 3.4 เมื่อเปรียบเทียบกับกลุ่มควบคุมที่ไม่มีประวัติการแท้งมาก่อน^[19]
• ประวัติการมีเลือดออกจากช่องคลอดในครรภ์ปัจจุบัน (vaginal bleeding during the current pregnancy): เพิ่มอัตราการสูญเสียทารกก่อนอายุครรภ์ 28 สัปดาห์ร้อยละ 2.1 เมื่อเปรียบเทียบกับกลุ่มควบคุมที่ไม่มีประวัติเลือดออกจากช่องคลอดมาก่อน^[19]
• จำนวนการแทงเข็ม: เพิ่มอัตราการสูญเสียทารกร้อยละ 3.8 หากแทงเข็มมากกว่า 3 ครั้งขึ้นไป เมื่อเปรียบเทียบกับอัตราการสูญเสียทารกร้อยละ 1.2 หากแทงเข็มเพียงหนึ่งครั้ง^[20] โดยอัตราการสูญเสียทารกไม่เพิ่มขึ้นหากนัดเจาะน้ำคร่ำใหม่ในระยะเวลาที่ห่างจากครั้งแรกพอสมควร การเห็นภาพเข็มอยู่ในแอ่งน้ำคร่ำตลอดเวลาที่ทำหัตถการ (continuous ultrasound guidance) จะช่วยลดโอกาสในการแทงเข็มหลายครั้งลงได้ร้อยละ 42^[10]
• ขนาดของเข็ม spinal needle: เพิ่มอัตราการสูญเสียทารกหากใช้เข็มขนาดใหญ่กว่าหรือเท่ากับ 19G ขึ้นไป (Operative OB)
• การเจาะได้น้ำคร่ำปนเลือด (bloody amniotic fluid): พบได้ร้อยละ 1 ของการเจาะน้ำคร่ำทั้งหมด เลือดที่ตรวจพบส่วนมากเป็นเลือดมารดา และไม่มีผลต่อการเพาะเลี้ยงเซลล์ มี 2 รายงานการศึกษาพบว่าอัตราการสูญเสียทารกเพิ่มขึ้น 2.2 เท่าและ 6.5 เท่าหากพบภาวะนี้จากการเจาะน้ำคร่ำ^{[21, 22]}
• การเจาะได้น้ำคร่ำสีเขียวหรือสีน้ำตาล (green or brown amniotic fluid discoloration): พบได้ร้อยละ 2 ของการเจาะน้ำคร่ำทั้งหมด บ่งบอกถึงการมีภาวะเลือดออกในถุงน้ำคร่ำ (intraamniotic hemorrhage) มาก่อน หากพบภาวะนี้จากการเจาะน้ำคร่ำอัตราการสูญเสียทารกจะเพิ่มขึ้น 10 เท่า เมื่อเปรียบเทียบกับกลุ่มควบคุมที่สีน้ำคร่ำปกติ^[13] และเพิ่มอัตราการเพาะเลี้ยงเซลล์ไม่สำเร็จ (culture failure)^[23]
• น้ำหนักของมารดา (maternal body mass index; BMI): มารดาที่มี BMI มากกว่าหรือเท่ากับ 40 kg/m² เพิ่มอัตราการสูญเสียทารก 2.2 เท่า เมื่อเปรียบเทียบกับมารดาที่มี BMI น้อยกว่าหรือเท่ากับ 25 kg/m^2[24]

ปัจจัยที่ไม่มีผลต่ออัตราการสูญเสียทารกที่เพิ่มขึ้น ได้แก่

• การเจาะผ่านรก (transplacental amniocentesis): มีอัตราการสูญเสียทารกร้อยละ 1.4 ซึ่งใกล้เคียงกับอัตราการสูญเสียทารกในประชากรทั่วไปที่ได้รับการเจาะน้ำคร่ำ อย่างไรก็ตามการเจาะน้ำคร่ำทุกครั้งควรหลีกเลี่ยงการลงเข็มผ่านรก หากหลีกเลี่ยงไม่ได้ควรเลือกลงเข็มผ่านรกส่วนที่บางที่สุด โดยลงเข็มห่างจากขอบรกและตำแหน่งที่สายสะดือเกาะ และอาจใช้ color Doppler ช่วยดูตำแหน่งเส้นเลือดขนาดใหญ่บนรก การปฏิบัติเช่นนี้เป็นกิจวัตรจะช่วยไม่ให้อัตราการสูญเสียทารกเพิ่มขึ้น^[25]
• ประสบการณ์ของผู้ทำหัตถการ: ไม่สัมพันธ์กับอัตราการสูญเสียทารก แต่อาจส่งผลต่อคุณภาพของตัวอย่างน้ำคร่ำที่ส่งตรวจ^{[13, 26, 27]}

อัตราความสำเร็จของการเจาะน้ำคร่ำ

การเจาะน้ำคร่ำส่วนใหญ่ประสบความสำเร็จในครั้งแรก รายงานการศึกษาจากสถาบันที่มีประสบการณ์พบอัตราการนัดเจาะน้ำคร่ำใหม่ (revisit) ร้อยละ 1^[4] อัตราการเพาะเลี้ยงเซลล์ไม่ขึ้น (cell culture failure) พบร้อยละ 0.1 ของตัวอย่างน้ำคร่ำทั้งหมด^[17]

ในรายที่เจาะน้ำคร่ำได้ยากอาจเกิดจากปัจจัยต่างๆ ได้แก่ มีเนื้องอกกล้ามเนื้อมดลูก (leiomyomas), กล้ามเนื้อมดลูกหดรัดตัว (uterine contraction), มีแผลผ่าตัดบริเวณหน้าท้อง (previous surgical scar), ผนังหน้าท้องหนา (thick abdominal wall) หรืออ้วนมาก (obesity)

ภาวะ chromosomal mosaicism

ภาวะ chromosomal mosaicism พบได้ร้อยละ 0.1 – 0.3^[28] ของการเจาะน้ำคร่ำทั้งหมด ส่วนใหญ่เป็นภาวะ pseudomosaicism (พบ cell line ผิดปกติในขวดเพาะเลี้ยงเซลล์บางขวด) อาจพบได้มากถึงร้อยละ 8^[29] ซึ่งไม่ได้มี cell line ที่แตกต่างกันอยู่ภายในตัวทารกในครรภ์จริงๆ ส่วนภาวะ true mosaicism พบได้ร้อยละ 0.25 ซึ่งอาจส่งผลต่อ phenotype ของทารกได้ หากตรวจพบภาวะ chromosomal mosaicism จากการเจาะน้ำคร่ำ แนะนำให้ยืนยันผลการตรวจด้วยการเจาะเลือดทารกในครรภ์ (fetal blood sampling) ซึ่งจะยังคงพบ cell line ที่ผิดปกติหากเป็น true mosaicism อย่างไรก็ตามภาวะ mosaicism ของโครโมโซมบางชนิด เช่น โครโมโซมคู่ที่ 22 อาจให้ผลการตรวจโครโมโซมปกติจากการเจาะเลือดทารกในครรภ์ แต่ทารกมี cell line ที่ผิดปกติเฉพาะในเนื้อเยื่อบางชนิด เช่น ผิวหนัง^[30] ซึ่งยากที่จะตรวจวินิจฉัยก่อนคลอด จึงจำเป็นต้องปรึกษานักพันธุศาสตร์ และตรวจอัลตราซาวด์เพื่อหาความผิดปกติของทารกในครรภ์อย่างละเอียดทุกครั้ง

References

1. Old JM. Hemoglobinopathies. In: Rodeck CH, Whittle MJ, editors. Fetal Medicine: Basic Science and Clinical Practice. 2nd ed. London: Churchill Livingstone Elsevier; 2009. p. 331-343.

2. Marie HB, Michael GR. Amniotic Fluid Dynamics. In: Creasy RK, Resnik R, Iams JD, Lockwood CJ, Moore TR, editors. Creasy and Resnik’s Maternal-Fetal Medicine: Principles and Practice. 6th ed. Philadelphia: Saunders Elsevier; 2009. p. 47-54.

3. Randomised trial to assess safety and fetal outcome of early and midtrimester amniocentesis. The Canadian Early and Mid-trimester Amniocentesis Trial (CEMAT) Group. Lancet 1998;351:242-247.

4. Johnson JM, Wilson RD, Singer J, Winsor E, Harman C, Armson BA, et al. Technical factors in early amniocentesis predict adverse outcome. Results of the Canadian Early (EA) versus Mid-trimester (MA) Amniocentesis Trial. Prenat Diagn 1999;19:732-738.

5. Nicolaides K, Brizot Mde L, Patel F, Snijders R. Comparison of chorionic villus sampling and amniocentesis for fetal karyotyping at 10-13 weeks’ gestation. Lancet 1994;344:435-439.

6. ACOG practice bulletin. Prevention of Rh D alloimmunization. Number 4, May 1999 (replaces educational bulletin Number 147, October 1990). Clinical management guidelines for obstetrician-gynecologists. American College of Obstetrics and Gynecology. Int J Gynaecol Obstet 1999;66:63-70.

7. Giorlandino C, Cignini P, Cini M, Brizzi C, Carcioppolo O, Milite V, et al. Antibiotic prophylaxis before second-trimester genetic amniocentesis (APGA): a single-centre open randomised controlled trial. Prenat Diagn 2009;29:606-612.

8. Gramellini D, Fieni S, Casilla G, Raboni S, Nardelli GB. Mid-trimester amniocentesis and antibiotic prophylaxis. Prenat Diagn 2007;27:956-959.

9. Sonek J, Nicolaides K, Sadowsky G, Foley M, O’Shaughnessy R. Articulated needle guide: report on the first 30 cases. Obstet Gynecol 1989;74:821-823.

10. Romero R, Jeanty P, Reece EA, Grannum P, Bracken M, Berkowitz R, et al. Sonographically monitored amniocentesis to decrease intraoperative complications. Obstet Gynecol 1985;65:426-430.

11. Borgida AF, Mills AA, Feldman DM, Rodis JF, Egan JF. Outcome of pregnancies complicated by ruptured membranes after genetic amniocentesis. Am J Obstet Gynecol 2000;183:937-939.

12. Gold RB, Goyert GL, Schwartz DB, Evans MI, Seabolt LA. Conservative management of second-trimester post-amniocentesis fluid leakage. Obstet Gynecol 1989;74:745-747.

13. Tabor A, Philip J, Madsen M, Bang J, Obel EB, Norgaard-Pedersen B. Randomised controlled trial of genetic amniocentesis in 4606 low-risk women. Lancet 1986;1:1287-1293.

14. Seeds JW. Diagnostic mid trimester amniocentesis: how safe? Am J Obstet Gynecol 2004;191:607-615.

15. Cederholm M, Haglund B, Axelsson O. Infant morbidity following amniocentesis and chorionic villus sampling for prenatal karyotyping. BJOG 2005;112:394-402.

16. Hill LM, Platt LD, Kellogg B. Rh sensitization after genetic amniocentesis. Obstet Gynecol 1980;56:459-461.

17. ACOG Practice Bulletin No. 88, December 2007. Invasive prenatal testing for aneuploidy. Obstet Gynecol 2007;110:1459-1467.

18. Tongsong T, Wanapirak C, Sirivatanapa P, Piyamongkol W, Sirichotiyakul S, Yampochai A. Amniocentesis-related fetal loss: a cohort study. Obstet Gynecol 1998;92:64-67.

19. Antsaklis A, Papantoniou N, Xygakis A, Mesogitis S, Tzortzis E, Michalas S. Genetic amniocentesis in women 20-34 years old: associated risks. Prenat Diagn 2000;20:247-250.

20. Marthin T, Liedgren S, Hammar M. Transplacental needle passage and other risk-factors associated with second trimester amniocentesis. Acta Obstet Gynecol Scand 1997;76:728-732.

21. Kappel B, Nielsen J, Brogaard Hansen K, Mikkelsen M, Therkelsen AJ. Spontaneous abortion following mid-trimester amniocentesis. Clinical significance of placental perforation and blood-stained amniotic fluid. Br J Obstet Gynaecol 1987;94:50-54.

22. Kong CW, Leung TN, Leung TY, Chan LW, Sahota DS, Fung TY, et al. Risk factors for procedure-related fetal losses after mid-trimester genetic amniocentesis. Prenat Diagn 2006;26:925-930.

23. Golbus MS, Loughman WD, Epstein CJ, Halbasch G, Stephens JD, Hall BD. Prenatal genetic diagnosis in 3000 amniocenteses. N Engl J Med 1979;300:157-163.

24. Harper LM, Cahill AG, Smith K, Macones GA, Odibo AO. Effect of maternal obesity on the risk of fetal loss after amniocentesis and chorionic villus sampling. Obstet Gynecol;119:745-751.

25. Bombard AT, Powers JF, Carter S, Schwartz A, Nitowsky HM. Procedure-related fetal losses in transplacental versus nontransplacental genetic amniocentesis. Am J Obstet Gynecol 1995;172:868-872.

26. Hockstein S, Chen PX, Thangavelu M, Pergament E. Factors associated with maternal cell contamination in amniocentesis samples as evaluated by fluorescent in situ hybridization. Obstet Gynecol 1998;92:551-556.

27. Welch RA, Salem-Elgharib S, Wiktor AE, Van Dyke DL, Blessed WB. Operator experience and sample quality in genetic amniocentesis. Am J Obstet Gynecol 2006;194:189-191.

28. Hsu LY, Perlis TE. United States survey on chromosome mosaicism and pseudomosaicism in prenatal diagnosis. Prenat Diagn 1984;4 Spec No:97-130.

29. Hsu LY, Kaffe S, Jenkins EC, Alonso L, Benn PA, David K, et al. Proposed guidelines for diagnosis of chromosome mosaicism in amniocytes based on data derived from chromosome mosaicism and pseudomosaicism studies. Prenat Diagn 1992;12:555-573.

30. Berghella V, Wapner RJ, Yang-Feng T, Mahoney MJ. Prenatal confirmation of true fetal trisomy 22 mosaicism by fetal skin biopsy following normal fetal blood sampling. Prenat Diagn 1998;18:384-389.

การเจาะชิ้นเนื้อรก

Chorionic villus sampling (CVS)

การเจาะชิ้นเนื้อรก หมายถึง การดูดเก็บชิ้นเนื้อรกโดยใช้เข็มเจาะผ่านทางหน้าท้องมารดา (transabdominal CVS) และ การดูดเก็บหรือคีบตัดชิ้นเนื้อรกโดยใช้อุปกรณ์สอดผ่านทางปากมดลูก (transcervical CVS) โดยชิ้นเนื้อรก (placental villi) ที่ได้สามารถนำมาตรวจวินิจฉัยโรคของทารกในครรภ์ได้ เนื่องจากมีส่วนประกอบของเซลล์ทารก

ส่วนประกอบของชิ้นเนื้อรก^[1]

ชิ้นเนื้อรกแบ่งออกเป็น 2 ส่วน ได้แก่

1. Superficial layer of trophoblast: ประกอบด้วยเซลล์ cytotrophoblasts และเซลล์ syncytotrophoblasts
2. Villous core: ประกอบด้วย stroma และเส้นเลือดที่มาจากทารก (fetally derived blood vessels)

เซลล์จากชิ้นเนื้อรกเป็นเซลล์ที่มาจากการแบ่งตัวเพื่อสร้างทารก ส่วนของรกและถุงน้ำคร่ำในระยะแรกๆ ของกระบวนการ embryogenesis ทำให้เซลล์จากชิ้นเนื้อรกอาจมีโครโมโซมที่แตกต่างจากตัวทารกได้ (confined placental mosaicism; CPM) โดยเซลล์ที่อยู่ในชั้น mesenchymal core หรือ villous core จะมี cell line ที่เป็นต้นกำเนิดในการพัฒนาไปเป็นทารกมากกว่าเซลล์ที่อยู่ในชั้น superficial cytotrophoblast layer

ข้อบ่งชี้ในการทำหัตถการ

การเจาะชิ้นเนื้อรกทำเพื่อวินิจฉัยโรคทารกในครรภ์โดยมีข้อบ่งชี้หลัก 2 ข้อ ได้แก่

1. Fetal karyotyping: การตรวจโครโมโซมจากชิ้นเนื้อรกด้วยวิธีการเพาะเลี้ยงเซลล์ (cell culture) มี 2 เทคนิค ได้แก่ การเพาะเลี้ยงเซลล์แบบ short-term culture หรือ direct preparation จะวิเคราะห์เซลล์ cytotrophoblasts ซึ่งเป็นเซลล์ที่มี mitosis จึงแบ่งตัวเร็ว และการเพาะเลี้ยงเซลล์แบบ long-term culture จะวิเคราะห์เซลล์ villous stroma ซึ่งจะมีการแบ่งตัวช้ากว่า แต่เป็นเซลล์ที่มาจากทารกมากกว่า
2. DNA analysis for single gene defects: ชิ้นเนื้อรกสามารถนำมาสกัดให้ได้ fetal DNA เพื่อวิเคราะห์ความผิดปกติของทารกในครรภ์ เช่น α-Thalassemia, β-Thalassemia, Hemophilia A, Duchenne muscular dystrophy, congenital adrenal hyperplasia (CAH), cystic fibrosis, Fragile X syndrome เป็นต้น โดยจะได้ fetal DNA เฉลี่ยประมาณ 35 ไมโครกรัมจากการเจาะชิ้นเนื้อรกในไตรมาสแรก^[2] มากกว่าปริมาณ fetal DNA ที่ได้จากการเจาะน้ำคร่ำ แต่การเจาะชิ้นเนื้อรกมีโอกาสปนเปื้อนเซลล์มารดา (maternal cell contamination) ได้มากกว่าการเจาะน้ำคร่ำ ดังนั้นการนำชิ้นเนื้อรกมาตรวจจึงต้องระมัดระวังในการแยก maternal decidua ออกไปให้หมดก่อนการนำไปใช้ตรวจวินิจฉัย

จากสถิติการตรวจวินิจฉัยก่อนคลอดในปีพ.ศ. 2555 ของหน่วยเวชศาสตร์มารดาและทารก ภาควิชาสูติศาสตร์และนรีเวชวิทยา คณะแพทยศาสตร์ มหาวิทยาลัยเชียงใหม่ พบการเจาะชิ้นเนื้อรกจำนวน 96 ราย โดยมีข้อบ่งชี้เพื่อการวินิจฉัยโรคธาลัสซีเมียชนิดรุนแรง (ร้อยละ 75), เพื่อการวินิจฉัยภาวะโครโมโซมผิดปกติของทารกในครรภ์ (ร้อยละ 10.4) และมีข้อบ่งชี้ทั้งสองข้อร่วมกัน (ร้อยละ 14.6) โดยร้อยละ 92.5 เป็นการทำหัตถการ transabdominal CVS และร้อยละ 7.5 เป็นการทำหัตถการ transcervical CVS

อายุครรภ์ที่เหมาะสมในการทำหัตถการ

การเจาะชิ้นเนื้อรกเพื่อการวินิจฉัยก่อนคลอดมักทำตั้งแต่อายุครรภ์ 10 สัปดาห์ เป็นต้นไป โดยการทำหัตถการ transabdominal CVS สามารถทำได้ตลอดการตั้งครรภ์ และเป็นทางเลือกที่ดีในการเก็บตัวอย่างเซลล์ทารกในครรภ์หากหัตถการอื่นทำได้ยาก เช่น ภาวะน้ำคร่ำน้อย (oligohydramnios) ทำให้ไม่สามารถเจาะน้ำคร่ำหรือเจาะเลือดสายสะดือทารกในครรภ์ได้อย่างปลอดภัย แต่การทำหัตถการ transcervical CVS อายุครรภ์ที่เหมาะสมอยู่ระหว่าง 10 – 14 สัปดาห์ แม้ว่าจะมีรายงานการเจาะชิ้นเนื้อรกก่อนอายุครรภ์ 10 สัปดาห์ แต่พบว่าเพิ่มความเสี่ยงต่อการเกิดภาวะ limb reduction defects และภาวะ oromandibular hypogenesis ในทารก สาเหตุเกิดจากการบาดเจ็บต่อรกในระยะ embryonic stage ซึ่งส่งผลกระทบต่อการเจริญเติบโตของเส้นเลือดแดงส่วนปลาย (terminal arteries)^[3]

ภาวะ limb reduction defects พบ 5 – 6 รายใน 10000 รายของการคลอดมีชีพ^{[4, 5]} การเจาะชิ้นเนื้อรกในทารกอายุครรภ์ 56 – 66 วัน^[6] พบรายงานอุบัติการณ์การเกิดภาวะนี้เพิ่มมากขึ้น โดยอุบัติการณ์และความรุนแรงสัมพันธ์กับอายุครรภ์ที่เจาะชิ้นเนื้อรก โดยจากรายงานการเจาะชิ้นเนื้อรกที่อายุครรภ์ 8, 9, 10, 11 และมากกว่า 12 สัปดาห์ขึ้นไปจะพบการเกิดภาวะ limb reduction defects จำนวน 11.7, 4.9, 3.8, 3.4 และ 2.3 รายต่อ 10000 รายตามลำดับ^[4] รายงานการศึกษาใหญ่แบบ case control พบว่าการเจาะชิ้นเนื้อรกที่อายุครรภ์น้อยกว่า 10 สัปดาห์มีอัตราการเกิดภาวะ limb reduction defects ร้อยละ 0.2 หรือ 6 เท่ามากกว่าประชากรทั่วไป แต่การเจาะชิ้นเนื้อรกที่อายุครรภ์มากกว่าหรือเท่ากับ 10 สัปดาห์มีอัตราการเกิดภาวะนี้เพียงร้อยละ 0.07 และความผิดปกติส่วนมากไม่รุนแรง^[7] ดังนั้นการเจาะชิ้นเนื้อรกตั้งแต่อายุครรภ์ 10 สัปดาห์เป็นต้นไปจึงเป็นที่ยอมรับได้ในทางปฏิบัติ

ภาวะ oromandibular hypoplasia พบ 1 รายใน 175000 รายของการคลอดมีชีพ การเจาะชิ้นเนื้อรกก่อนอายุครรภ์ 10 สัปดาห์ที่ทำให้เกิดภาวะ limb reduction defects อาจพบภาวะ oromandibular hypoplasia ร่วมด้วย เรียกว่า oromandibular-limb hypogenesis syndrome^[8]

การเตรียมสตรีตั้งครรภ์ก่อนการทำหัตถการ

1. ตรวจสอบข้อบ่งชี้ในการทำหัตถการ: สตรีตั้งครรภ์บางรายอาจมีข้อบ่งชี้มากกว่าหนึ่งอย่าง เช่น สตรีตั้งครรภ์อายุมากเสี่ยงต่อภาวะโครโมโซมผิดปกติของทารกในครรภ์และเป็นคู่เสี่ยงต่อการตั้งครรภ์ทารกเป็นโรคธาลัสซีเมียชนิดรุนแรง
2. เลือกช่องทางการทำหัตถการ: การเจาะชิ้นเนื้อรกทำได้สองช่องทาง ได้แก่ การดูดเก็บชิ้นเนื้อรกโดยใช้เข็มเจาะผ่านทางหน้าท้องมารดา (transabdominal CVS; TA-CVS) หรือการดูดเก็บหรือคีบตัดชิ้นเนื้อรกโดยใช้อุปกรณ์สอดผ่านทางปากมดลูก (transcervical CVS; TC-CVS) แม้ว่าในการเจาะชิ้นเนื้อรกส่วนใหญ่สามารถทำหัตถการผ่านช่องทางใดก็ได้ โดยการเลือกช่องทางการทำหัตถการขึ้นอยู่กับสตรีตั้งครรภ์และผู้ทำหัตถการ (ความถนัดและประสบการณ์) อย่างไรก็ตามร้อยละ 3 – 5 ของการเจาะชิ้นเนื้อรกจำเป็นต้องทำหัตถการผ่านทางช่องทางใดช่องทางหนึ่งเท่านั้น^[9] ดังนั้นผู้ทำหัตถการจึงต้องมีความสามารถในการทำหัตถการได้ทั้งสองช่องทาง ข้อเปรียบเทียบของการทำหัตถการ transabdominal CVS และ transcervical CVS แสดงดังตารางที่ 1

1. ตรวจสอบข้อห้ามในการทำหัตถการ: เช่น การติดเชื้อเอชไอวี (human immunocompromised virus; HIV infection), ภาวะแท้งคุกคาม (threatened abortion), ภาวะเลือดออกผิดปกติทางช่องคลอดที่ยังไม่ทราบสาเหตุ, มีห่วงคุมกำเนิดค้างในมดลูก (presence of an intrauterine device), ภาวะเกล็ดเลือดต่ำ หรือการแข็งตัวของเลือดผิดปกติ, มีภาวะ Rh-negative ที่ถูกกระตุ้นแล้ว (preexisting Rh sensitization) เป็นต้น นอกจากนี้ยังมีข้อห้ามจำเพาะที่แตกต่างกันระหว่างการทำหัตถการ transabdominal CVS และการทำหัตถการ transcervical CVS ดังนี้
   1. ข้อห้ามในการทำหัตถการ transabdominal CVS

• มดลูกคว่ำหลังมาก (severe retroflexion of the uterus) ทำให้ลำไส้ของมารดาเคลื่อนตัวมาอยู่ระหว่างผนังหน้าท้องและมดลูก
• ตำแหน่งรกอยู่ด้านหลังมาก (posterior placenta) โดยเฉพาะอย่างยิ่งอยู่ค่อนไปทางด้านล่างของมดลูก ทำให้เข้าถึงรกได้ยาก
  1. ข้อห้ามในการทำหัตถการ transcervical CVS
  • ภาวะช่องคลอดเกร็งตัวมากผิดปกติ (vaginismus)
  • ภาวะปากมดลูกตีบ (cervical stenosis)
  • ก้อนเนื้องอกที่ปากมดลูก (cervical myoma) หรือก้อนเนื้องอกที่ตัวมดลูกด้านล่าง (lower uterine segment myoma) ที่ทำให้เข้าถึงรกได้ยาก
  • ปากมดลูกอักเสบติดเชื้อ (cervical infection) หรือ ช่องคลอดอักเสบติดเชื้อ (vaginal infection) หรือมีแผลบริเวณปากช่องคลอด (genital ulcer) โดยเฉพาะอย่างยิ่ง herpes infection
  • มดลูกคว่ำหน้าหรือคว่ำหลังมาก (severe anteflexion or retroflexion of the uterus) ทำให้เข้าถึงรกได้ยาก

1. การให้ข้อมูลแก่สตรีตั้งครรภ์ คู่สมรส และญาติ: อธิบายถึงความจำเป็นในการทำหัตถการ ภาวะแทรกซ้อน ความเสี่ยงต่อการสูญเสียทารกในครรภ์ ขั้นตอนในการทำหัตถการ การปฏิบัติตัวหลังการทำหัตถการ วิธีการและระยะเวลาในการแจ้งผลการตรวจ เปิดโอกาสให้สตรีตั้งครรภ์ซักถาม ให้เวลาตัดสินใจในการเลือกทำหรือไม่ทำหัตถการโดยไม่บังคับ และให้เซ็นต์ใบยินยอมการทำหัตถการ (informed consent form)
2. การให้ anti-D immunoglobulin: สตรีตั้งครรภ์ที่มีผลตรวจหมู่เลือด Rh (D) เป็นลบ (Rh negative) ที่ยังไม่ถูกกระตุ้น และสามีมีผลตรวจหมู่เลือด Rh เป็นบวก (Rh positive) หรือไม่ทราบผลตรวจหมู่เลือดของสามี ควรได้รับ anti-D immunoglobulin เช่น RhoGAM 50 – 300 microgram หลังการทำหัตถการเพื่อป้องกันการเกิดภาวะ rhesus isoimmunization^[16]
3. การให้ยาปฏิชีวนะ (antibiotic): ไม่จำเป็นต้องให้ยาปฏิชีวนะก่อนการทำหัตถการ เนื่องจากอัตราการเกิดถุงน้ำคร่ำอักเสบติดเชื้อ (chorioamnionitis) หลังการทำหัตถการค่อนข้างน้อย (น้อยกว่าร้อยละ 0.5) แม้ในรายที่ทำหัตถการผ่านทางปากมดลูก^[14]
4. การให้ยาชาและยาระงับปวด (anesthesia and analgesic drugs): ในการเจาะชิ้นเนื้อรกผ่านทางหน้าท้อง จำเป็นต้องใช้ยาชาเฉพาะที่เช่น 1% lidocaine hydrochloride ฉีดบริเวณผิวหนังหน้าท้องตำแหน่งที่ต้องการเจาะ แต่หากเจาะชิ้นเนื้อรกผ่านทางปากมดลูกไม่จำเป็นต้องให้ยานอนหลับ ยากล่อมประสาท หรือยาระงับปวดก่อนหรือหลังการทำหัตถการในสตรีตั้งครรภ์ทุกราย เนื่องจากสตรีตั้งครรภ์ส่วนใหญ่มักทนอาการปวดได้หากหัตถการใช้เวลาไม่นาน แต่อาจพิจารณาให้ยาระงับปวดหลังการทำหัตถการที่ใช้เวลานาน หรือมีอาการปวดมดลูก

การเตรียมวัสดุอุปกรณ์ที่ใช้ในการทำหัตถการ transcervical CVS

การทำหัตถการ transcervical CVS อาจทำโดยใช้ polyethylene catheter หรือ cannula สอดผ่านปากมดลูกและใช้ negative pressure เพื่อดูดเก็บชิ้นเนื้อรก (aspiration) หรือใช้ forceps สอดผ่านปากมดลูกเพื่อคีบตัดชิ้นเนื้อรก (biopsy) การเลือกใช้อุปกรณ์ขึ้นอยู่กับความถนัดและประสบการณ์ของผู้ทำหัตถการ อย่างไรก็ตามการใช้ aspiration cannula มีโอกาสเก็บชิ้นเนื้อรกได้ในปริมาณไม่เพียงพอ (น้อยกว่า 5 มิลลิกรัม) บ่อยกว่าการใช้ forceps 3.8 เท่า และเจ็บกว่าการใช้ forceps 1.93 เท่า แต่จำนวนครั้งของการสอดเครื่องมือ (reinsertion of instruments)ไม่แตกต่างกันอย่างมีนัยสำคัญทางสถิติแม้ว่าการใช้ cannula จะมีแนวโน้มเพิ่มจำนวนครั้งในการสอดเครื่องมือบ่อยกว่า forceps 2.44 เท่า ส่วนอัตราการสูญเสียทารกในครรภ์ไม่แตกต่างกัน สรุปว่าแม้จะมีหลักฐานทางการแพทย์บ่งชี้ว่าการใช้ forceps ดีกว่าการใช้ cannula แต่ยังไม่หนักแน่นพอที่จะแนะนำให้เปลี่ยนแนวทางการปฏิบัติของผู้ทำหัตถการที่คุ้นเคยกับการใช้ cannula อยู่ก่อนหน้านี้^[18] การเลือกใช้อุปกรณ์จึงขึ้นอยู่กับความถนัดและประสบการณ์ของผู้ทำหัตถการเป็นหลัก ในที่นี้จะนำเสนอการทำหัตถการ transcervical CVS โดยใช้ forceps ซึ่งเป็นอุปกรณ์ที่ใช้ในหน่วยเวชศาสตร์มารดาและทารก ภาควิชาสูติศาสตร์และนรีเวชวิทยา คณะแพทยศาสตร์ มหาวิทยาลัยเชียงใหม่

ขั้นตอนการทำหัตถการ transcervical CVS

1. ให้สตรีตั้งครรภ์นอนหงายราบบนเตียง ตรวจอัลตราซาวด์เพื่อประเมินจำนวนทารก วัดขนาดของทารกเพื่อประเมินอายุครรภ์ ตรวจหาความผิดปกติของทารก ปริมาณน้ำคร่ำ ตำแหน่งรก ตำแหน่งปากมดลูก
2. กำหนดทิศทาง (mapping) การสอด biopsy forceps จากปากมดลูกไปยังตำแหน่งรกที่เลือก โดยตำแหน่งรกที่เหมาะสมคือ รกที่เกาะด้านล่างของมดลูก และไม่มีแอ่งเลือดคั่งที่ชายรกด้านล่าง (รูปที่ 14a)
3. ให้สตรีตั้งครรภ์ปัสสาวะทิ้งให้หมดก่อนการทำหัตถการ (ในกรณีมดลูกคว่ำหน้ามากๆ อาจต้องให้มีปัสสาวะค้างในกระเพาะปัสสาวะในปริมาณที่พอเหมาะ) และให้สตรีตั้งครรภ์นอนบนเตียงขาหยั่งในท่า lithotomy
4. เตรียมอุปกรณ์ด้วยเทคนิคปราศจากเชื้อ และแจ้งให้สตรีตั้งครรภ์ทราบว่ากำลังจะเริ่มทำหัตถการ
5. เตรียมผู้ทำหัตถการ และผู้ช่วย 1 คน โดยล้างมือให้สะอาด สวมถุงมือปราศจากเชื้อ ผู้ทำหัตถการนั่งตรงกลางระหว่างขาของสตรีตั้งครรภ์ทั้งสองข้าง ผู้ช่วยยืนหรือนั่งในท่าที่ถนัดด้านข้างของเตียงใกล้กับเครื่องอัลตราซาวด์ และควรมีผู้ช่วยที่ทำหน้าที่เป็น circulating nurse จัดหาอุปกรณ์ที่ต้องการได้ทันทีอีก 1 คน (ไม่จำเป็นต้องสวมถุงมือปราศจากเชื้อ)
6. ทำความสะอาดปากช่องคลอดของสตรีตั้งครรภ์ด้วยน้ำยาฆ่าเชื้อ เช่น 10% povidone iodine solution และปูผ้าช่อง (รูปที่ 15a)
7. ใส่ speculum ให้เห็นปากมดลูกทั้งหมด ทำความสะอาดช่องคลอด และปากมดลูกด้วยน้ำยาฆ่าเชื้อ 10% povidone iodine solution (รูปที่ 15b)
8. ผู้ช่วยตรวจอัลตราซาวด์ซ้ำเพื่อยืนยันตำแหน่งรก หากพบว่าตำแหน่งรกเปลี่ยนไปจากกระเพาะปัสสาวะที่โป่งขึ้นหรือมดลูกหดรัดตัว ควรให้ปัสสาวะทิ้งก่อนทำหัตถการหรือรอให้มดลูกคลายตัว แต่หากพบว่ามดลูกคว่ำหน้ามากๆ ควรรอให้มีปัสสาวะค้างในกระเพาะปัสสาวะจนเบียดมดลูกมาทางด้านหลังเพื่อให้ทำหัตถการได้ง่าย
9. ผู้ทำหัตถการใช้ biopsy forceps สอดผ่านปากมดลูกมุ่งตรงไปยังตำแหน่งรกที่เลือกไว้ (รูปที่ 15c) อาจใช้ tenaculum ช่วยจับปากมดลูกไว้หรือไม่ก็ได้ โดยปรับทิศทางของ biopsy forceps เข้าหาตำแหน่งรกที่เห็นจากภาพอัลตราซาวด์ และต้องระมัดระวังไม่ให้ปลาย biopsy forceps เลื่อนทะลุเข้าสู่โพรงน้ำคร่ำ
10. เมื่อปลาย biopsy forceps อยู่ในตำแหน่งรกที่เหมาะสม (รูปที่ 14b) คีบตัดชิ้นเนื้อรกและค่อยๆ ดึงออกจากปากมดลูกและปากช่องคลอด (รูปที่ 15d)
11. นำชิ้นเนื้อรกที่ได้ใส่ในจาน petri dish (รูปที่ 15e-15f) ใช้เข็มฉีดยาต่อกับ syringe ขนาด 5 ซีซีจำนวน 2 ชุด ช่วยแยก maternal decidua ออกจาก chorionic villi โดยการดูผ่านกล้องจุลทรรศน์กำลังขยายต่ำ แบ่ง chorionic villi ที่ได้ใส่หลอดทดลองที่มีน้ำยาเพาะเลี้ยงเซลล์
12. ผู้ช่วยติดป้ายชื่อ นามสกุล เลขโรงพยาบาลของสตรีตั้งครรภ์ บนหลอดทดลองที่จะส่งตรวจ และตรวจเช็คซ้ำก่อนนำส่งห้องปฏิบัติการ
13. หาก chorionic villi ที่ได้มีปริมาณไม่เพียงพอในการส่งตรวจ อาจจำเป็นต้องตัดเก็บชิ้นเนื้อรกซ้ำ แต่ไม่ควรมากกว่า 2 ครั้งในการตัดชิ้นเนื้อรกแต่ละครั้ง หากทำไม่ได้ควรหยุดการทำหัตถการ และนัดใหม่อีก 1 สัปดาห์
14. เช็ดทำความสะอาดปากมดลูก (ถ้าใช้ tenacultum ให้ถอดออกและกดหยุดเลือดด้วยสำลี) และถอด speculum ออก
15. สังเกตภาวะแทรกซ้อน (immediate complications) และบันทึกไว้หลังทำหัตถการ เช่น เลือดออกจากช่องคลอด (vaginal bleeding), ก้อนเลือดคั่งในรก (placental hematoma), ปวดเกร็งมดลูก (uterine cramping)
16. แจ้งให้สตรีตั้งครรภ์ทราบว่าทำหัตถการเสร็จสิ้น แนะนำให้นอนพักเพื่อสังเกตภาวะแทรกซ้อนประมาณ 30 นาที หากปกติดีอนุญาตให้กลับบ้าน แนะนำให้งดการทำงานหนักและงดเพศสัมพันธ์อย่างน้อย 24 – 48 ชั่วโมง นัดมาฟังผลการตรวจโดยหากมีอาการผิดปกติให้มาพบแพทย์ก่อนนัด

ภาวะแทรกซ้อนจากการทำหัตถการ

1. ภาวะเลือดออกทางช่องคลอด (vaginal bleeding): เป็นภาวะแทรกซ้อนที่พบบ่อยที่สุด โดยพบหลังการทำหัตถการ transcervical CVS ได้บ่อยกว่า transabdominal CVS โดยการทำหัตถการ transcervical CVS พบภาวะเลือดออกกะปริบกะปรอยทางช่องคลอด (vaginal spotting) ได้ประมาณร้อยละ 20 – 30 และภาวะเลือดออกทางช่องคลอด (vaginal bleeding) ได้ร้อยละ 7 – 10 ซึ่งสัมพันธ์กับการใช้ tenaculum ส่วนการทำ transabdominal CVS พบภาวะเลือดออกทางช่องคลอดน้อยกว่าร้อยละ 1^[19]

จากรายงานการศึกษาของหน่วยเวชศาสตร์มารดาและทารก ภาควิชาสูติศาสตร์และนรีเวชวิทยา คณะแพทยศาสตร์ มหาวิทยาลัยเชียงใหม่ พบภาวะเลือดออกทางช่องคลอดหลังการทำหัตถการ transcervical CVS ร้อยละ 10.9 และพบหลังการทำหัตถการ transabdominal CVS ร้อยละ 0.5 โดยส่วนใหญ่มีปริมาณเลือดที่ออกไม่มาก^[12]

1. ภาวะเลือดออกในรก (subchorionic hematoma): พบได้ร้อยละ 4 หลังการทำหัตถการ transcervical CVS^{[20, 21]} ส่วนใหญ่หายได้เองภายในเวลาหลายสัปดาห์ เกิดจากการใส่ biopsy forceps หรือ catheter ลึกเกินไปยังชั้น decidua basalis ที่มีเส้นเลือดอยู่มาก หรือการตัดชิ้นเนื้อรกบริเวณที่เป็น placental lakes^[22]
2. เลือดทารกเข้าสู่กระแสเลือดมารดา (fetomaternal hemorrhage): วินิจฉัยได้จากการเพิ่มขึ้นของ alpha-fetoprotein (AFP) ในกระแสเลือดมารดาหลังการทำหัตถการ โดยร้อยละ 50 ของการเจาะชิ้นเนื้อรกวินิจฉัยว่าน่าจะมีเลือดทารกจะเข้าสู่กระแสเลือดมารดา^[23] การทำหัตถการ transabdominal CVS พบภาวะ fetomaternal hemorrhage ได้มากกว่า transcervical CVS โดยพบปริมาณเลือดทารกที่เข้าสู่กระแสเลือดมารดาอย่างน้อย 0.1 ซีซีหลังการทำหัตถการ transabdominal CVS ร้อยละ 18 และหลังการทำหัตถการ transcervical CVS ร้อยละ 5^[24] แม้ว่าเลือดทารกที่เข้าสู่กระแสเลือดมารดาจะมีปริมาณน้อย แต่ส่งผลทำให้มารดาที่มีหมู่เลือด Rh negative ที่ไม่เคยถูกกระตุ้น สร้าง anti-D antibody ขึ้นได้ และกระตุ้นทำให้เกิดภาวะ Rh immunization รุนแรงมากขึ้นในการตั้งครรภ์ที่มารดาเคยถูกกระตุ้นแล้ว (preexisting Rh sensitization)^[13] และหากเลือดทารกเข้าสู่กระแสเลือดมารดาปริมาณมาก อาจส่งผลให้ทารกซีดจนเสียชีวิตได้
3. การติดเชื้อ (infection): พบน้อยกว่าร้อยละ 0.5 ได้แก่ chorioamnionitis, septic shock, peritonitis จากเข็มเจาะทะลุผ่านลำไส้มารดา (maternal intestinal perforation) เป็นต้น โดยพบอัตราการติดเชื้อหลังการทำหัตถการ transcervical CVS มากกว่า transabdominal CVS^[14]
4. น้ำคร่ำรั่ว (amniotic fluid leakage): พบน้อยมากและส่วนมากเป็นชั่วคราว แต่อาจทำให้เกิดภาวะน้ำคร่ำน้อยในไตรมาสสองได้^{[19, 25]}

จากรายงานการศึกษาของหน่วยเวชศาสตร์มารดาและทารก ภาควิชาสูติศาสตร์และนรีเวชวิทยา คณะแพทยศาสตร์ มหาวิทยาลัยเชียงใหม่ พบภาวะน้ำคร่ำรั่วร้อยละ 0.3 โดยส่วนใหญ่หยุดได้เอง และไม่มีผลต่อผลลัพธ์การตั้งครรภ์^[12]

การสูญเสียทารกจากการทำหัตถการ

อัตราการสูญเสียทารกจากการทำหัตถการ transabdominal CVS พบร้อยละ 0.7 ภายใน 14 วันหลังการทำหัตถการ ร้อยละ 1.3 ภายใน 30 วันหลังการทำหัตถการ และร้อยละ 2 ตลอดการตั้งครรภ์^[26] โดยอัตราการสูญเสียทารกหลังการทำหัตถการ transabdominal CVS ไม่แตกต่างจากอัตราการสูญเสียทารกหลังการทำหัตถการ amniocentesis^[15] แต่อัตราการสูญเสียทารกหลังการทำหัตถการ transcervical CVS พบมากกว่าอัตราการสูญเสียทารกหลังการทำหัตถการ amniocentesis อย่างมีนัยสำคัญ (เพิ่มขึ้นร้อยละ 3.5 หรือ 1.5 – 1.7 เท่า)^{[14, 15, 27]}

ปัจจัยสำคัญ (นอกเหนือไปจาก sampling route) ที่มีผลทำให้อัตราการสูญเสียทารกเพิ่มมากขึ้น ได้แก่

• จำนวนครั้งของการแทงเข็ม: โดยมีรายงานการศึกษาพบอัตราการสูญเสียทารกเพิ่มขึ้นหากแทงเข็มหรือสอด catheter ผ่านปากมดลูกมากกว่าหรือเท่ากับ 3 ครั้งขึ้นไป^{[19, 28]}
• ประสบการณ์ของผู้ทำหัตถการ: ภาวะแทรกซ้อนหลังการทำหัตถการมักพบบ่อยขึ้นสัมพันธ์กับทักษะและประสบการณ์ของผู้ทำหัตถการ โดยเฉพาะอย่างยิ่งการทำหัตถการ transcervical CVS ที่มีความยากกว่า transabdominal CVS^[29] จากรายงานการศึกษาตั้งแต่ปีค.ศ. 1983 พบว่าการทำหัตถการในยุคเริ่มแรกพบอัตราการสูญเสียทารกในครรภ์ร้อยละ 4.4 และค่อยๆ ลดลงเหลือร้อยละ 1.9 ภายในระยะเวลา 20 ปีหลังจากนั้น^[30] แสดงให้เห็นถึงประสบการณ์ที่มากขึ้นส่งผลต่ออัตราการสูญเสียทารกในครรภ์ ดังนั้นการฝึกปฏิบัติเพื่อเพิ่มทักษะและความชำนาญในการทำหัตถการจึงมีความจำเป็นอย่างยิ่ง (รายละเอียดเพิ่มเติมในบทที่ 7 การฝึกปฏิบัติการทำหัตถการวินิจฉัยก่อนคลอด)

จากรายงานการศึกษาของหน่วยเวชศาสตร์มารดาและทารก ภาควิชาสูติศาสตร์และนรีเวชวิทยา คณะแพทยศาสตร์ มหาวิทยาลัยเชียงใหม่ พบอัตราการสูญเสียทารกในครรภ์ร้อยละ 0.8 โดยพบหลังการทำหัตถการ transabdominal CVS ร้อยละ 0.4 และพบหลังการทำหัตถการ transcervical CVS ร้อยละ 2.2^[12]

อัตราความสำเร็จของการเจาะชิ้นเนื้อรก

การเจาะชิ้นเนื้อรกเพื่อตรวจวินิจฉัยโครโมโซมของทารกในครรภ์ให้ผลร้อยละ 97 – 99 มีเพียงประมาณร้อยละ 1 ที่จำเป็นต้องตรวจซ้ำด้วยการเจาะน้ำคร่ำหรือการเจาะเลือดสายสะดือทารกในครรภ์^{[10, 11, 19]} โดยมีสาเหตุจากผลการตรวจโครโมโซมเป็น mosaic หรือผลก้ำกึ่ง (ร้อยละ 76) จากการเพาะเลี้ยงเซลล์ไม่ขึ้น (ร้อยละ 21) และภาวะ maternal cell contamination (ร้อยละ 3)^[11] หัตถการส่วนใหญ่ทั้ง transabdominal CVS และ transcervical CVS (ร้อยละ 97 – 100) เจาะได้สำเร็จในครั้งแรก และจากการแทงเข็มหรือสอด biopsy forceps เพียงครั้งเดียว^{[10, 20, 28, 31]}

จากรายงานการศึกษาการเจาะชิ้นเนื้อรกจำนวน 636 รายของหน่วยเวชศาสตร์มารดาและทารก ภาควิชาสูติศาสตร์และนรีเวชวิทยา คณะแพทยศาสตร์ มหาวิทยาลัยเชียงใหม่ พบว่าร้อยละ 3.4 ของการเจาะชิ้นเนื้อรกทั้งหมดไม่สามารถให้ผลการตรวจได้และจำเป็นต้องตรวจวินิจฉัยก่อนคลอดซ้ำในไตรมาสสอง โดยพบว่าเกิดจากผลการตรวจทางห้องปฏิบัติการให้ผลก้ำกึ่งหรือเพาะเลี้ยงเซลล์ไม่ขึ้นร้อยละ 2.8 จากการศึกษานี้พบว่าการเจาะชิ้นเนื้อรกทุกรายประสบความสำเร็จในการนัดเจาะครั้งนั้นโดยร้อยละ 89.6 เจาะได้สำเร็จจากการแทงเข็มหรือสอด biopsy forceps เพียงครั้งเดียว และมีเพียงร้อยละ 0.6 ที่จำเป็นต้องแทงเข็มหรือสอด biopsy forceps มากถึง 3 ครั้ง^[12]

ภาวะ confined placental mosaicism

คือความผิดปกติของโครโมโซมที่พบเฉพาะในรก แต่ทารกมีโครโมโซมปกติ เป็นสาเหตุหนึ่งที่พบได้บ่อยของการวินิจฉัยโครโมโซมทารกในครรภ์ผิดพลาดจากการเจาะชิ้นเนื้อรก สามารถอธิบายได้จาก 2 กระบวนการดังนี้ ^[9]

1. meiotic error: โดยภาวะ trisomy เกิดจากการแบ่งตัวผิดปกติในระยะ meiotic ต่อมาหากเซลล์ aneuploid บางเซลล์เกิดการสูญเสีย trisomic chromosome ไป 1 ตัว (anaphase lag) ระหว่างการแบ่งตัวในระยะ mitotic จะทำให้เกิด mosaic morula ซึ่งประกอบด้วยเซลล์ปกติที่เป็น disomy และเซลล์ผิดปกติที่เป็น trisomy (สัดส่วนของเซลล์ trisomy จะพบจำนวนมากขึ้นสัมพันธ์กับการแบ่งตัวที่เกิดขึ้นช้าจากการแบ่งตัวครั้งที่สองหรือครั้งต่อๆ มา) โดยในระยะ 32 – 64 เซลล์ของตัวอ่อนนั้น มีเพียง 3 – 4 เซลล์จะเป็นต้นกำเนิดของ embryo ส่วนเซลล์ที่เหลือจะเป็นต้นกำเนิดของ extraembryonic tissue ทำให้เซลล์ trisomy ส่วนใหญ่พัฒนาไปเป็นรก (trophoblast cell line) ส่วนเซลล์ disomy พัฒนาไปเป็นทารก (fetal cell line) เกิดภาวะ confined placental mosaicism ขึ้น
2. mitotic error: โดยภาวะ trisomy เกิดจากการแบ่งตัวผิดปกติในระยะ mitotic postzygotic ทำให้เกิดภาวะ mosaicism ขึ้นใน morula หรือ blastocyst ซึ่งประกอบด้วยเซลล์ผิดปกติที่เป็น trisomy และเซลล์ปกติที่เป็น disomy (สัดส่วนของเซลล์ trisomy จะขึ้นอยู่กับเวลาที่เกิดภาวะ nondisjunction) หากการแบ่งตัวผิดปกติเกิดขึ้นในระยะที่เซลล์ตัวอ่อนมี differentiation เพื่อพัฒนาไปเป็น inner cell mass หรือ outer cell mass แล้วจะทำให้เกิดความผิดปกติของโครโมโซมใน cell line เดียวเท่านั้น

ภาวะ confined placental mosaicism มีความสำคัญต่อการตั้งครรภ์ดังนี้

1. การวินิจฉัยภาวะ uniparental disomy: ภาวะ meiotic rescue ทำให้เกิดภาวะ uniparental disomy ได้ เนื่องจากเซลล์ที่เป็น trisomy มีโครโมโซมสองตัวที่มาจากบิดาหรือมารดาคนใดคนหนึ่ง และโครโมโซมอีกตัวมาจากอีกคนหนึ่ง โดยมีโอกาสหนึ่งในสามที่ทำให้โครโมโซมคู่นั้นมาจากบิดาหรือมารดาคนเดียวกันหรือเรียกว่า uniparental disomy ตัวอย่างเช่น Prader-Willi syndrome ซึ่งเกิดจากภาวะ uniparental paternal disomy ของโครโมโซมคู่ที่ 15 หรือ Angelman syndrome ซึ่งเกิดจากภาวะ uniparental maternal disomy การเจาะชิ้นเนื้อรกพบภาวะ confined placental mosaicism ของโครโมโซมคู่ที่ 15 อาจทำให้สงสัยว่ามีภาวะ uniparental disomy ในตัวทารกและนำไปสู่การวินิจฉัยต่อไป^[32] ดังนั้นหากตรวจพบ trisomy 15 จากการเจาะชิ้นเนื้อรก จึงควรเจาะน้ำคร่ำหรือเจาะเลือดสายสะดือทารกในครรภ์เพื่อวินิจฉัยว่าทารกมีภาวะ uniparental disomy หรือไม่ นอกจากโครโมโซมคู่ที่ 15 แล้วยังมีโครโมโซมคู่อื่นที่อาจส่งผลต่อทารกได้หากเกิดภาวะ uniparental disomy ได้แก่ โครโมโซมคู่ที่ 7, 11, 14 และ 22^[9]
2. ทารกเจริญเติบโตช้าในครรภ์ (fetal growth restriction): ภาวะ confined placental mosaicism สามารถเปลี่ยนแปลงการทำงานของรก และนำไปสู่การเกิดภาวะทารกเจริญเติบโตช้าในครรภ์ได้โดยไม่ทราบกลไกการเกิดที่แน่ชัด^{[33, 34]} โดยผลกระทบต่อการทำงานของรกจะเกิดขึ้นจำกัดเฉพาะโครโมโซมบางคู่ ตัวอย่างเช่น ภาวะ confined placental mosaicism ของโครโมโซมคู่ที่ 16 จะทำให้เกิด severe fetal growth restriction, prematurity และ perinatal death ได้^[35]

ภาวะ mosaicism พบประมาณร้อยละ 1 – 2 จากการตรวจชิ้นเนื้อรก แต่ยืนยันผลในทารกเพียงร้อยละ 10 – 40 ของการตรวจพบทั้งหมด^{[10, 11, 34]} โดยทั่วไปหากภาวะ mosaicism จำกัดอยู่เฉพาะในรก (confined placental mosaicism) พัฒนาการของทารกในครรภ์จะปกติ แต่หากภาวะ mosaicism พบในตัวทารกด้วยอาจส่งผลต่อ phenotype ของทารกได้ โดยหากตรวจพบภาวะ mosaicism จากการตรวจชิ้นเนื้อรกด้วยวิธี long-term culture ซึ่งวิเคราะห์โครโมโซมจากเซลล์ใน villous core ของชิ้นเนื้อรกจะสะท้อนถึงภาวะ true fetal mosaicism มากกว่าการตรวจพบภาวะ mosaicism จากการตรวจชิ้นเนื้อรกด้วยวิธี direct preparation ซึ่งวิเคราะห์โครโมโซมจากเซลล์ cytotrophoblasts

จากรายงานการศึกษาของหน่วยเวชศาสตร์มารดาและทารก ภาควิชาสูติศาสตร์และนรีเวชวิทยา คณะแพทยศาสตร์ มหาวิทยาลัยเชียงใหม่ พบภาวะ mosaicism ร้อยละ 1 จากการตรวจโครโมโซมจากชิ้นเนื้อรกจำนวน 304 ราย โดยพบภาวะ mosaicism ของ sex chromosome หนึ่งราย และภาวะ mosaisism ของโครโมโซมคู่ที่ 13 หนึ่งรายซึ่งไม่พบความผิดปกติจากการตรวจอัลตราซาวด์และได้ตรวจยืนยันผลโครโมโซมในไตรมาสสองพบว่าปกติ ส่วนอีกหนึ่งรายพบภาวะ mosaicism ของโครโมโซมคู่ที่ 7 และตรวจอัลตราซาวด์พบภาวะ cystic hygroma จึงยุติการตั้งครรภ์โดยไม่ได้ตรวจยืนยันผลโครโมโซม^[12]

ดังนั้นหากพบภาวะ mosaicism จากการเจาะชิ้นเนื้อรก แนะนำให้ทางเลือกแก่สตรีตั้งครรภ์ในการเจาะน้ำคร่ำ การตัดสินใจยุติการตั้งครรภ์ไม่ควรยึดตามผลการตรวจจากการเจาะชิ้นเนื้อรกเพียงอย่างเดียว ในกรณีที่ผลการตรวจชิ้นเนื้อรกเป็น mosaicism ของ sex chromosome, polyploidy, marker chromosome, structural rearrangement หรือ trisomy โดยที่ผลการตรวจยืนยันจากการเจาะน้ำคร่ำเป็น euploid และการตรวจอัลตราซาวด์ไม่พบความผิดปกติของทารกในครรภ์ ควรให้ความมั่นใจแก่สตรีตั้งครรภ์ว่าทารกปกติ แม้ว่าจะไม่สามารถรับประกันได้ว่าทารกจะปกติทุกราย เนื่องจากผลการตรวจโครโมโซมที่ปกติจากการเจาะน้ำคร่ำอาจเกิดจากภาวะ uniparental disomy ดังกล่าวข้างต้น หรือเป็นผลจาก false negative result ได้ ดังนั้นอาจพิจารณาตรวจติดตามด้วยการตรวจอัลตราซาวด์เป็นระยะ หรือตรวจโครโมโซมจากเลือดสายสะดือทารกในครรภ์เพื่อยืนยันผลในสตรีตั้งครรภ์บางราย

ภาวะปนเปื้อนเซลล์มารดา (maternal cell contamination)

ตัวอย่างชิ้นเนื้อรกที่เก็บได้ส่วนมากจะประกอบด้วย placental villi และ maternal decidua แม้ว่าจะล้างและคัดแยกเฉพาะ villi ภายใต้กล้องจุลทรรศน์ เซลล์ของมารดายังมีโอกาสปนเปื้อนและเจริญเติบโตได้ดีระหว่างการเพาะเลี้ยง ส่งผลให้ผลการตรวจโครโมโซมจากชิ้นเนื้อรกพบ 2 cell lines หรือพบ 1 cell line ที่เป็นโครโมโซมของมารดาเนื่องจากเป็น false negative result จากการที่เซลล์ของมารดาเจริญเติบโตดีกว่าเซลล์ของทารกโดยสมบูรณ์ อัตราการพบภาวะ maternal cell contamination ประมาณร้อยละ 1 – 3 ของการเจาะชิ้นเนื้อรกทั้งหมด^[11] จากรายงานการศึกษาของหน่วยเวชศาสตร์มารดาและทารก ภาควิชาสูติศาสตร์และนรีเวชวิทยา คณะแพทยศาสตร์ มหาวิทยาลัยเชียงใหม่ พบภาวะนี้ร้อยละ 0.3 จากจำนวนการเจาะชิ้นเนื้อรกทั้งหมด 636 ราย^[12] โดยปัจจัยที่ส่งผลต่อการพบภาวะ maternal cell contamination ได้แก่

• เทคนิคการตรวจโครโมโซม: การตรวจโครโมโซมจากชิ้นเนื้อรกด้วยวิธี direct preparation เชื่อว่าสามารถป้องกันการแปลผลผิดพลาดจากภาวะ maternal cell contamination ได้ ขณะที่การตรวจด้วยวิธี long-term culture พบอัตราการเกิดภาวะ maternal cell contamination ได้ร้อยละ 1.8 – 4^[11] ดังนั้นอาจจำเป็นต้องตรวจโครโมโซมทั้งสองวิธีในตัวอย่างชิ้นเนื้อรกแต่ละตัวอย่าง
• ช่องทางการเจาะชิ้นเนื้อรก: การทำหัตถการ transabdominal CVS จะพบอัตราการเกิดภาวะ maternal cell contamination มากกว่า transcervical CVS^[11]
• ปริมาณชิ้นเนื้อรกที่เจาะได้: การเจาะชิ้นเนื้อรกที่ได้ปริมาณน้อย ทำให้คัดแยกเฉพาะ villi ยาก ได้ปริมาณ villi น้อย ส่งผลให้เซลล์ของมารดาที่มีสัดส่วนมากกว่ามีโอกาสเจริญเติบโตได้ดีกว่าระหว่างการเพาะเลี้ยงเซลล์ ดังนั้นหากการเจาะชิ้นเนื้อรกได้ villi ปริมาณน้อยในการเจาะครั้งแรก ควรเจาะครั้งที่สองเพื่อเก็บชิ้นเนื้อรกเพิ่ม
• การคัดแยก chorionic villi: การคัดแยกเฉพาะ villi ภายใต้กล้องจุลทรรศน์ ควรคัดเลือกเฉพาะ villus ที่ชัดเจนจริงๆ เช่น villus ที่ครบสมบูรณ์ทั้งส่วน โดยทิ้งส่วนที่ไม่แน่ใจว่าเป็น villus เช่น เศษชิ้นเนื้อเล็กๆ หรือ villus ที่มี decidua ติดอยู่ ซึ่งมีโอกาสเกิดภาวะ maternal cell contamination ได้มากกว่า

References

1. Dunk C, Huppertz B, Kingdom J. Development of the placenta and its circulation. In: Rodeck CH, Whittle MJ, editors. Fetal Medicine: Basic Science and Clinical Practice. 2nd ed. London: Churchill Livingstone Elsevier; 2009. p. 69-96.

2. Old JM. Hemoglobinopathies. In: Rodeck CH, Whittle MJ, editors. Fetal Medicine: Basic Science and Clinical Practice. 2nd ed. London: Churchill Livingstone Elsevier; 2009. p. 331-343.

3. van der Zee DC, Bax KM, Vermeij-Keers C. Maternoembryonic transfusion and congenital malformations. Prenat Diagn 1997;17:59-69.

4. Evaluation of chorionic villus sampling safety: WHO/PAHO consultation on CVS. Prenat Diagn 1999;19:97-99.

5. Froster-Iskenius UG, Baird PA. Limb reduction defects in over one million consecutive livebirths. Teratology 1989;39:127-135.

6. Firth HV, Boyd PA, Chamberlain P, MacKenzie IZ, Lindenbaum RH, Huson SM. Severe limb abnormalities after chorion villus sampling at 56-66 days’ gestation. Lancet 1991;337:762-763.

7. Olney RS, Khoury MJ, Alo CJ, Costa P, Edmonds LD, Flood TJ, et al. Increased risk for transverse digital deficiency after chorionic villus sampling: results of the United States Multistate Case-Control Study, 1988-1992. Teratology 1995;51:20-29.

8. Firth HV, Boyd PA, Chamberlain PF, MacKenzie IZ, Morriss-Kay GM, Huson SM. Analysis of limb reduction defects in babies exposed to chorionic villus sampling. Lancet 1994;343:1069-1071.

9. Wapner RJ, Jenkins TM, Khalek N. Prenatal diagnosis of congenital disorders. In: Creasy RK, Resnik R, Iams JD, Lockwood CJ, Moore TR, editors. Creasy and Resnik’s Maternal-Fetal Medicine: Principles and Practice. 6th ed. Philadelphia: Saunders Elsevier; 2009. p. 221-274.

10. Brambati B, Tului L, Cislaghi C, Alberti E. First 10,000 chorionic villus samplings performed on singleton pregnancies by a single operator. Prenat Diagn 1998;18:255-266.

11. Ledbetter DH, Zachary JM, Simpson JL, Golbus MS, Pergament E, Jackson L, et al. Cytogenetic results from the U.S. Collaborative Study on CVS. Prenat Diagn 1992;12:317-345.

12. Laksanavilai U, Piyamongkol W, Sirichotiyakul S, Tongprasert F, Luewan S, Srisupundit K. Chorionic Villous Sampling: Experience of 636 Cases. J Med Assoc Thai 2013;96:383-388.

13. Moise KJ, Jr., Carpenter RJ, Jr. Increased severity of fetal hemolytic disease with known rhesus alloimmunization after first-trimester transcervical chorionic villus biopsy. Fetal Diagn Ther 1990;5:76-78.

14. Lippman A, Tomkins DJ, Shime J, Hamerton JL. Canadian multicentre randomized clinical trial of chorion villus sampling and amniocentesis. Final report. Prenat Diagn 1992;12:385-408.

15. Smidt-Jensen S, Permin M, Philip J, Lundsteen C, Zachary JM, Fowler SE, et al. Randomised comparison of amniocentesis and transabdominal and transcervical chorionic villus sampling. Lancet 1992;340:1237-1244.

16. ACOG practice bulletin. Prevention of Rh D alloimmunization. Number 4, May 1999 (replaces educational bulletin Number 147, October 1990). Clinical management guidelines for obstetrician-gynecologists. American College of Obstetrics and Gynecology. Int J Gynaecol Obstet 1999;66:63-70.

17. Sonek J, Nicolaides K, Sadowsky G, Foley M, O’Shaughnessy R. Articulated needle guide: report on the first 30 cases. Obstet Gynecol 1989;74:821-823.

18. Young C, von Dadelszen P, Alfirevic Z. Instruments for chorionic villus sampling for prenatal diagnosis. Cochrane Database Syst Rev;1:CD000114.

19. Rhoads GG, Jackson LG, Schlesselman SE, de la Cruz FF, Desnick RJ, Golbus MS, et al. The safety and efficacy of chorionic villus sampling for early prenatal diagnosis of cytogenetic abnormalities. N Engl J Med 1989;320:609-617.

20. Jahoda MG, Pijpers L, Reuss A, Los FJ, Wladimiroff JW, Sachs ES. Evaluation of transcervical chorionic villus sampling with a completed follow-up of 1550 consecutive pregnancies. Prenat Diagn 1989;9:621-628.

21. Brambati B, Oldrini A, Ferrazzi E, Lanzani A. Chorionic villus sampling: an analysis of the obstetric experience of 1,000 cases. Prenat Diagn 1987;7:157-169.

22. Liu DT, Agbaje R, Preston C, Savage J. Intraplacental sonolucent spaces: incidences and relevance to chorionic villus sampling. Prenat Diagn 1991;11:805-808.

23. Blakemore KJ, Baumgarten A, Schoenfeld-Dimaio M, Hobbins JC, Mason EA, Mahoney MJ. Rise in maternal serum alpha-fetoprotein concentration after chorionic villus sampling and the possibility of isoimmunization. Am J Obstet Gynecol 1986;155:988-993.

24. Smidt-Jensen S, Philip J, Zachary JM, Fowler SE, Norgaard-Pedersen B. Implications of maternal serum alpha-fetoprotein elevation caused by transabdominal and transcervical CVS. Prenat Diagn 1994;14:35-45.

25. Cheng EY, Luthy DA, Hickok DE, Hollenbach KA, Resta RG, Mahony BS, et al. Transcervical chorionic villus sampling and midtrimester oligohydramnios. Am J Obstet Gynecol 1991;165:1063-1068.

26. Mujezinovic F, Alfirevic Z. Procedure-related complications of amniocentesis and chorionic villous sampling: a systematic review. Obstet Gynecol 2007;110:687-694.

27. Medical Research Council European trial of chorion villus sampling. MRC working party on the evaluation pf chorion villus sampling. Lancet 1991;337:1491-1499.

28. Williams J, 3rd, Wang BB, Rubin CH, Aiken-Hunting D. Chorionic villus sampling: experience with 3016 cases performed by a single operator. Obstet Gynecol 1992;80:1023-1029.

29. Silver RK, MacGregor SN, Sholl JS, Hobart ED, Waldee JK. An evaluation of the chorionic villus sampling learning curve. Am J Obstet Gynecol 1990;163:917-922.

30. Caughey AB, Hopkins LM, Norton ME. Chorionic villus sampling compared with amniocentesis and the difference in the rate of pregnancy loss. Obstet Gynecol 2006;108:612-616.

31. Nicolaides K, Brizot Mde L, Patel F, Snijders R. Comparison of chorionic villus sampling and amniocentesis for fetal karyotyping at 10-13 weeks’ gestation. Lancet 1994;344:435-439.

32. Purvis-Smith SG, Saville T, Manass S, Yip MY, Lam-Po-Tang PR, Duffy B, et al. Uniparental disomy 15 resulting from “correction” of an initial trisomy 15. Am J Hum Genet 1992;50:1348-1350.

33. Kalousek DK, Howard-Peebles PN, Olson SB, Barrett IJ, Dorfmann A, Black SH, et al. Confirmation of CVS mosaicism in term placentae and high frequency of intrauterine growth retardation association with confined placental mosaicism. Prenat Diagn 1991;11:743-750.

34. Johnson A, Wapner RJ, Davis GH, Jackson LG. Mosaicism in chorionic villus sampling: an association with poor perinatal outcome. Obstet Gynecol 1990;75:573-577.

35. Yong PJ, Barrett IJ, Kalousek DK, Robinson WP. Clinical aspects, prenatal diagnosis, and pathogenesis of trisomy 16 mosaicism. J Med Genet 2003;40:175-182.